التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء للكشف عن التغيرات في نشاط الأنسجة الدهنية البنية
Summary
هنا ، نقدم بروتوكولا لقياس نشاط الأنسجة الدهنية البنية بعد تناول وجبة في البشر المختبر.
Abstract
قياس نشاط الأنسجة الدهنية البنية (BAT) عن طريق التصوير المقطعي بالإصدار البوزيتروني المحوسب (PET-CT) عن طريق تراكم 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) بعد الوجبة أو في مرضى السمنة أو السكري فشل كطريقة مفضلة. السبب الرئيسي هو أن 18F-FDG يتنافس مع تركيز بلازما الجلوكوز العالي بعد الأكل لنفس ناقل الجلوكوز على غشاء خلايا BAT. بالإضافة إلى ذلك ، تستخدم BAT الأحماض الدهنية كمصدر للطاقة أيضا ، وهو أمر غير مرئي مع PET-CT ويمكن تغييره جنبا إلى جنب مع تركيز الجلوكوز لدى مرضى السمنة والسكري. لذلك ، لتقدير الأهمية الفسيولوجية ل BAT في الحيوانات والبشر ، يتم تطبيق طريقة جديدة للتصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء المستخدمة في المنشورات الحديثة.
بعد الصيام بين عشية وضحاها ، تم قياس نشاط BAT عن طريق التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء قبل وبعد وجبة في المتطوعين من البشر والفئران من النوع البري. يحسب برنامج الكاميرا درجة حرارة الكائن باستخدام المسافة من الكائن ، وانبعاثية الجلد ، ودرجة حرارة الغرفة المنعكسة ، ودرجة حرارة الهواء ، والرطوبة النسبية. في الفئران ، كانت المنطقة المحلوقة فوق BAT منطقة ذات أهمية تم قياس متوسط ودرجات الحرارة القصوى لها. تم تحديد مرحلة الدورة الشحمية في إناث الفئران بعد تجربة بواسطة مسحات مهبلية ملطخة بمحلول بقع كريسيل البنفسجي (0.1٪). في المتطوعين الأصحاء ، تم اختيار منطقتين جلديتين من الرقبة: المنطقة فوق الترقوة (فوق الترقوة ، حيث توجد خلايا BAT) والمنطقة بين الترقوة (بين عظام الترقوة ، حيث لا يوجد نسيج BAT المكتشف). يتم تحديد نشاط BAT من خلال طرح هاتين القيمتين. أيضا ، يمكن تحديد متوسط وأقصى درجات الحرارة لمناطق الجلد في الحيوانات والمشاركين من البشر.
تبين أن التغييرات في نشاط أفضل التقنيات المتاحة بعد الوجبة التي تم قياسها بواسطة التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء ، وهي طريقة غير جراحية وأكثر حساسية ، تعتمد على الجنس والعمر ومرحلة الدورة الشهوانية في المختبر. كجزء من توليد الحرارة الناجم عن النظام الغذائي ، ثبت أيضا أن تنشيط BAT في البشر يعتمد على الجنس والعمر ومؤشر كتلة الجسم. سيكون تحديد التغيرات الفيزيولوجية المرضية في نشاط BAT بعد الوجبة ذا أهمية كبيرة للمشاركين الذين يعانون من تركيزات عالية من الجلوكوز في البلازما (السمنة ومرض السكري من النوع 2) ، وكذلك في المختبر المختلفة (الفئران بالضربة القاضية). هذه الطريقة هي أيضا أداة متغيرة لتحديد الأدوية المنشطة المحتملة التي يمكن أن تجدد نشاط BAT.
Introduction
الأنسجة الدهنية البنية (BAT) ، على عكس الأنسجة الدهنية البيضاء (WAT) ، لا تخزن بل تنفق الطاقة. عند التحفيز الودي، تستخدم BAT الأحماض الدهنية والجلوكوز وتنتج الحرارة عن طريق تنشيط البروتين 1 (UCP1). تتمثل وظيفة UCP1 في استخدام تدرج H + بين غشاءين من الميتوكوندريا لإنتاج الحرارة بدلا من ATP. تتمثل وظيفة BAT في زيادة إنتاج الحرارة في ظل الظروف الباردة ، مما يؤدي إلى زيادة نفقات الطاقة1. بعد التعرض للبرد ، تمنع المدخلات الحسية من الجلد الخلايا العصبية الحساسة للحرارة في النواة قبل البصرية المتوسطة (MnPO) في منطقة ما قبل البصر تحت المهاد (POA) ، مما يقلل من التأثير المثبط للخلايا العصبية POA على المنضدة الشاحبة (rRPa). يزيد تنشيط الخلايا العصبية rRPa من النشاط الودي ، والذي يتبعه زيادة في نشاط BAT 2,3. يعمل تنشيط BAT الناجم عن البرد على تحسين حساسية الأنسولين لدى البشر4 ، وينخفض هذا النشاط لدى البشر الذين يعانون من زيادة مؤشر كتلة الجسم (BMI) والعمر1،5،6،7.
بصرف النظر عن دوره في توليد الحرارة الناجم عن البرد ، بعد الوجبة ، يزداد امتصاص الجلوكوز في BAT في السكان الذكور النحيفين ، مما يساهم في توليد الحرارة الناجم عن النظام الغذائي (DIT) ، وهو أعلى في الذكور المصابين بBAT 8,9. التقنية الحديثة المستخدمة لقياس نشاط BAT هي التصوير المقطعي المحوسب بالإصدار البوزيتروني ، والمعروف باسم PET-CT. تحدد هذه الطريقة نشاط BAT عن طريق قياس تراكم الفلوروديوكسي جلوكوز المشع (18F-FDG). ومع ذلك ، فشل PET-CT كطريقة مفضلة للكشف عن تنشيط أفضل التقنيات المتاحة بعد الوجبة. أحد الأسباب هو أنه بعد الوجبة ، يتنافس 18F-FDG مع ارتفاع السكر في الدم بعد الأكل لنفس ناقل الجلوكوز ، مما يجعله غير مناسب لتحديد تنشيط BAT بعد الوجبة ، خاصة عند مقارنة نشاط BAT في المشاركين الأصحاء ومرضى السكري مع الاختلافات المحتملة في تركيزات الجلوكوز في الدم. علاوة على ذلك ، تستخدم BAT الأحماض الدهنية كمصدر للطاقة لإنتاج الحرارة وهو أمر غير مرئي مع PET-CT. 18 تراكم F-FDG في BAT بعد الوجبة بالكاد مرئي10 ، وبالتالي ، يتم تفسيره على أنه نتيجة سلبية في معظم الحالات. مما لا يثير الدهشة ، في الآونة الأخيرة ، اقترح أن تفعيل أفضل التقنيات المتاحة أكثر وضوحا في السكان مما كنا نعتقد سابقا. لذلك ، من الضروري اتباع نهج جديد للكشف عن نشاط BAT ومشاركته في اضطرابات التمثيل الغذائي7. محاولة لحل هذه المشكلة هي قياس حجم BAT مع التصوير بالرنين المغناطيسي (MRI) في مرضى ما قبل السكري والمرضى الذين يعانون من داء السكري من النوع 2 (T2DM) مع مقاومة الأنسولين11. ومع ذلك ، فإن حجم BAT الذي تم قياسه بواسطة التصوير بالرنين المغناطيسي ليس مؤشرا كافيا لتقدير الوظيفة اليومية واستخدام الجلوكوز والأحماض الدهنية بواسطة BAT. لذلك ، لتقدير الاختلافات الحقيقية في نشاط BAT في المرضى الأصحاء مقابل T2DM ، هناك حاجة إلى نهج جديد يوفر إمكانية لمعرفة الآلية المرضية لخلل BAT في مرضى T2DM.
لتحديد تنشيط BAT ، أجرينا قياسات لإنتاج حرارة BAT قبل وبعد الوجبة باستخدام التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء (IR) (الشكل 1) 12,13. إن إنشاء التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء كطريقة مفضلة لقياس نشاط BAT بعد تناول وجبة في الأفراد الأصحاء والسمنة أو مرضى السكري سيكون له تأثير كبير على هذا المجال. حتى يومنا هذا ، يتم استخدام التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء لتحديد التنشيط الناجم عن البرد ل BAT13،14،15. في تاريخ البشرية الحديث ، لم يعد نشاط BAT الناجم عن البرد واضحا جدا (بسبب التسخين المناسب للموائل ، والملابس المناسبة) ، بينما يحدث تنشيط BAT بعد الوجبة كل يوم. علاوة على ذلك ، فإن التنظيم الفسيولوجي لهاتين الوظيفتين BAT عبر منطقة ما تحت المهاد مختلف تماما. بعد الوجبة ، يؤدي تنشيط الخلايا العصبية المعبرة عن proopiomelanocortin (POMC) في النواة المقوسة تحت المهاد (Arc) إلى زيادة نشاط العصب الودي عبر rRPa16. يعد التنشيط الناجم عن BAT على البارد والذي يتم قياسه بواسطة التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء أو PET-CT غير مناسب عند استخدامه كمقياس لنشاط BAT اليومي. يتبع زيادة نشاط أفضل التقنيات المتاحة بعد الوجبة استخدام الجلوكوز ، وهو أمر مهم في النهاية للحفاظ على توازن الجلوكوز ، وحساسية الأنسولين ، والتنظيم اليومي لتركيز الجلوكوز. يؤدي تنشيط BAT بعد الأكل إلى زيادة استهلاك الجلوكوز بعد الأكل ، تليها زيادة في إنتاج الحرارة ودرجة حرارة الجسم (DIT). وقد تبين أن هذا يعتمد على الجنس والعمر ومؤشر كتلة الجسم12. لوحظت اختلافات مماثلة بين الجنسين في تنشيط BAT بعد الوجبة في الفئران المختبرية من الذكور والإناث17. تتوافق هذه النتائج مع الاختلافات بين الجنسين المكتشفة مؤخرا في تنظيم BAT بواسطة Burke et al. ، الذي أظهر أن التنظيم تحت المهاد لتحمير BAT عبر مجموعة فرعية من الخلايا العصبية POMC يختلف في ذكور وإناثالفئران 18. التنشيط بعد الأكل من BAT أصغر في النساء ، وكبار السن ، والأشخاص الذين يعانون من السمنة المفرطة. يمكن أن يؤدي عدم تنشيط BAT بعد الوجبة (انخفاض استخدام الجلوكوز) إلى ارتفاع معدل انتشار ضعف تحمل الجلوكوز لدى النساء19،20،21،22. لسوء الحظ ، تم إجراء غالبية الدراسات حول تنشيط BAT على الرجال فقط. من خلال تنشيط BAT بعد الوجبة ، يزداد امتصاص الجلوكوز في عدد الذكور النحيفين. ليس من المستغرب أنه بعد تنشيط BAT ، يكون DIT أعلى في الذكور المصابينب BAT 8,9. علاوة على ذلك ، فإن زرع BAT في الفئران الذكور يحسن تحمل الجلوكوز ، ويزيد من حساسية الأنسولين ، ويقلل من وزن الجسم وكتلة الدهون23.
فشل PET-CT كطريقة مفضلة لقياس نشاط BAT ، خاصة بعد الوجبة. لذلك ، تم تطوير طريقة غير جراحية وأكثر حساسية. يتيح التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء تقدير نشاط أفضل التقنيات المتاحة في المختبر المختلفة (الفئران بالضربة القاضية) ، وكذلك المشاركين من البشر ، بغض النظر عن الجنس أو العمر أو آثار الحالات المرضية المختلفة على نشاط BAT. فائدة إضافية لهذه الطريقة هي البساطة للمشاركين المختبر ، مما يسمح لنا بتقدير الفوائد المحتملة للعلاج الداعم BAT. تم وصف الدراسات الحديثة التي تستخدم التصوير الحراري بالأشعة تحت الحمراء لتحديد السلوك الفسيولوجي ل BAT بعد التعرض للبرد أو الوجبة في المنشور الأخير ل Brasil et al.24.
Protocol
Representative Results
Discussion
تقدم الدراسات الحديثة أدلة متزايدة فيما يتعلق بالتنظيم الفسيولوجي وأهمية نشاط BAT في البشر والحيوانات البالغين في تطور السمنة ومرض السكري. علاوة على ذلك ، أصبح تنشيط BAT المحتمل بواسطة المنشطات الخارجية هدفا لشركات الأدوية. لتكون قادرة على تقدير التنظيم الفسيولوجي والأهمية الفيزيولوجية ا?…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
تم تمويل هذه الدراسة من خلال منحة أبحاث مؤسسة العلوم الكرواتية (IP-2018-01- 7416).
Materials
| 0.1% cresyl violet acetate | Commonly used chemical | ||
| Device for measuring air temperature and humidity | Kesterl | Kestrel 4200 | Certificat of conformity |
| External data storage | Hard Drive with at least 1 TB | ||
| Glass microscopic slides | Commonly used | ||
| Small cotton tip swab | Urethral swabs | ||
| Software for analysis | FLIR Systems, Wilsonville, OR, USA | FLIR Tools | |
| Software for meassurements | FLIR Systems, Wilsonville, OR, USA | ResearchIR software | FLIR ResearchIR Max, version 4.40.12.38 (64-bit) |
| Thermac Camera | FLIR Systems, Wilsonville, OR, USA | FLIR T-1020 |
References
- van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1500-1508 (2009).
- Morrison, S. F., Nakamura, K. Central neural pathways for thermoregulation. Frontiers in Bioscience. 16 (1), 74-104 (2011).
- Contreras, C., et al. The brain and brown fat. Annals of Medicine. 47 (2), 150-168 (2015).
- Chondronikola, M., et al. Brown adipose tissue improves whole-body glucose homeostasis and insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (12), 4089-4099 (2014).
- Ouellet, V., et al. Outdoor temperature, age, sex, body mass index, and diabetic status determine the prevalence, mass, and glucose-uptake activity of 18F-FDG-detected BAT in humans. Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 96 (1), 192-199 (2011).
- Pfannenberg, C., et al. Impact of age on the relationships of brown adipose tissue with sex and adiposity in humans. Diabetes. 59 (7), 1789-1793 (2010).
- Leitner, B. P., et al. Mapping of human brown adipose tissue in lean and obese young men. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (32), 8649-8654 (2017).
- Vosselman, M. J., et al. Brown adipose tissue activity after a high-calorie meal in humans. American Journal of Clinical Nutrition. 98 (1), 57-64 (2013).
- Hibi, M., et al. Brown adipose tissue is involved in diet-induced thermogenesis and whole-body fat utilization in healthy humans. International Journal of Obesity. 40 (11), 1655-1661 (2016).
- Fenzl, A., Kiefer, F. W. Brown adipose tissue and thermogenesis. Hormone Molecular Biology and Clinical Investigation. 19 (1), 25-37 (2014).
- Koksharova, E., et al. The relationship between brown adipose tissue content in supraclavicular fat depots and insulin sensitivity in patients with type 2 diabetes mellitus and prediabetes. Diabetes Technology & Therapeutics. 19 (2), 96-102 (2017).
- Habek, N., Kordić, M., Jurenec, F., Dugandžić, A. Infrared thermography, a new method for detection brown adipose tissue activity after a meal in humans. Infrared Physics & Technology. 89, 271-276 (2018).
- Lee, P., Ho, K. K. Y. Hot fat in a cool man: Infrared thermography and brown adipose tissue. Diabetes, Obesity and Metabolism. 13 (1), 92-93 (2011).
- Ang, Q. Y., et al. A new method of infrared thermography for quantification of brown adipose tissue activation in healthy adults (TACTICAL): A randomized trial. Journal of Physiological Sciences. 67 (3), 395-406 (2017).
- Jang, C., et al. Infrared thermography in the detection of brown adipose tissue in humans. Physiological Reports. 2 (11), 12167 (2014).
- Dodd, G. T., et al. Leptin and insulin act on POMC neurons to promote the browning of white fat. Cell. 160 (1-2), 88-104 (2015).
- Habek, N., et al. Activation of brown adipose tissue in diet-induced thermogenesis is GC-C dependent. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 472 (3), 405-417 (2020).
- Burke, L. K., et al. Sex difference in physical activity, energy expenditure and obesity driven by a subpopulation of hypothalamic POMC neurons. Molecular Metabolism. 5 (3), 245-252 (2016).
- Glumer, C., Jorgensen, T., Borch-Johnsen, K. Prevalences of diabetes and impaired glucose regulation in a Danish population: The Inter99 study. Diabetes Care. 26 (8), 2335-2340 (2003).
- Sicree, R. A., et al. Differences in height explain gender differences in the response to the oral glucose tolerance test-the AusDiab study. Diabetic Medicine. 25 (3), 296-302 (2008).
- van Genugten, R. E., et al. Effects of sex and hormone replacement therapy use on the prevalence of isolated impaired fasting glucose and isolated impaired glucose tolerance in subjects with a family history of type 2 diabetes. Diabetes. 55 (12), 3529-3535 (2006).
- Williams, J. W., et al. Gender differences in the prevalence of impaired fasting glycaemia and impaired glucose tolerance in Mauritius. Does sex matter. Diabetic Medicine. 20 (11), 915-920 (2003).
- Stanford, K. I., et al. Brown adipose tissue regulates glucose homeostasis and insulin sensitivity. Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 215-223 (2013).
- Brasil, S., et al. A systematic review on the role of infrared thermography in the brown adipose tissue assessment. Reviews in Endocrine and Metabolic Disorders. 21 (1), 37-44 (2020).
- Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PLoS One. 7 (4), 35538 (2012).
- Crane, J. D., Mottillo, E. P., Farncombe, T. H., Morrison, K. M., Steinberg, G. R. A standardized infrared imaging technique that specifically detects UCP1-mediated thermogenesis in vivo. Molecular Metabolism. 3 (4), 490-494 (2014).
- Hartwig, V., et al. Multimodal imaging for the detection of brown adipose tissue activation in women: A pilot study using NIRS and infrared thermography. Journal of Healthcare Engineering. 2017, 5986452 (2017).
- James, L., et al. The use of infrared thermography in the measurement and characterization of brown adipose tissue activation. Temperature. 5 (2), 147-161 (2018).
- Folgueira, C., et al. Hypothalamic dopamine signaling regulates brown fat thermogenesis. Nature Metabolism. 1 (8), 811-829 (2019).
- Ratko, M., Habek, N., Kordić, M., Dugandžić, A. The use of infrared technology as a novel approach for studies with female laboratory animals. Croatian Medical Journal. 61 (4), 346-353 (2020).
