Chirurgischer Ansatz, Herausforderungen und Lösungen für die Uterustransplantation bei Ratten
Summary
Das vorliegende Protokoll beschreibt alle wesentlichen Schritte für eine erfolgreiche Uterustransplantation (UTx) bei Ratten. Das Rattenmodell hat sich als geeignet erwiesen, die klinische Implementierung von UTx zu fördern; Ratten-UTx ist jedoch ein hochkomplexes Verfahren, das sorgfältige Anweisungen erfordert.
Abstract
Die Uterustransplantation (UTx) ist ein neuer Ansatz zur Behandlung von Frauen mit absoluter Uterusfaktor-Infertilität (AUFI). Schätzungsweise 3%-5% der Frauen leiden an AUFI. Diesen Frauen wurde bis zum Aufkommen von UTx die Möglichkeit genommen, Kinder zu bekommen. Die klinische Anwendung von UTx wurde durch experimentelle Studien an Tieren vorangetrieben, und die erste erfolgreiche UTx wurde bei Ratten erzielt. Ratten sind aufgrund ihrer physiologischen, immunologischen, genetischen und reproduktiven Eigenschaften ein geeignetes Modellsystem für solche Transplantationen. Insbesondere die kurze Tragzeit ist ein klarer Vorteil, da der übliche Endpunkt der experimentellen UTx eine erfolgreiche Schwangerschaft mit Lebendgeburt ist. Die größte Herausforderung für Rattenmodelle bleibt die kleine Anatomie, die fortgeschrittene mikrochirurgische Fähigkeiten und Erfahrungen erfordert. Obwohl UTx in der Klinik zu einer Schwangerschaft geführt hat, ist das Verfahren nicht etabliert und bedarf einer kontinuierlichen experimentellen Optimierung. Hier wird ein detailliertes Protokoll vorgestellt, einschließlich der wesentlichen Fehlerbehebung für Ratten-UTx, von dem erwartet wird, dass das gesamte Verfahren für Personen ohne Erfahrung mit dieser Art der Mikrochirurgie leichter verständlich ist.
Introduction
Die Uterustransplantation (UTx) ist eine neuartige Behandlung der absoluten Uterusfaktor-Unfruchtbarkeit (AUFI). AUFI resultiert aus einem Fehlen (angeboren oder erworben) oder einer Fehlbildung der Gebärmutter und betrifft 3%-5% der Frauen weltweit1. Ethische, rechtliche oder religiöse Gründe schließen eine Adoption oder Leihmutterschaft für viele Frauen aus, die den Wunsch nach Mutterschaft haben, aber unter AUFI2 leiden. Für diese Frauen bleibt UTx die einzige Möglichkeit, eine eigene Familie zu gründen. UTx wurde in der Klinik eingesetzt, wenn auch mit gemischtem Erfolg; Das Verfahren ist technisch anspruchsvoll und bedarf einer stetigen Verbesserung für die klinische Etablierung.
Im Jahr 2014 wurde die erste Transplantation einer Gebärmutter von einer Lebendspenderin (LD), die zu einer erfolgreichen Schwangerschaft führte, von der schwedischen Pioniergruppe von Brännström3 durchgeführt. Die erste Geburt nach UTx von einem verstorbenen Spender (DD) wurde 2016 in Brasilien gemeldet4. Bis 2021 wurden weltweit mehr als 80 UTxs durchgeführt, jedoch mit einer Erfolgsquote von etwa 50 % und mit Transplantaten, die für die Mehrheit von LD stammen1.
Obwohl nicht lebensrettend, ist UTx ein immer beliebteres Verfahren, um die Wünsche nach eigenen Nachkommen zu erfüllen. Daher steigt die Nachfrage nach Transplantaten, was die DD-Spende in den Fokus der Zukunft rückt. Die DD-Spende ist jedoch aufgrund wesentlich längerer kalter (und im Falle des Herztodes auch warmer) ischämischer Exposition kompliziert, was das Risiko einer Transplantatdysfunktion und Abstoßung erhöht 5,6. Die Operationstechnik, die anspruchsvolle Kompatibilitätsanpassung und die damit verbundene Immunsuppression sind nach wie vor kritische Punkte in Bezug auf UTx-Ergebnisse7.
Um die oben genannten Risiken in der Klinik zu managen, werden geeignete Tiermodelle zur Erforschung von Ischämie und Immunsuppression benötigt. Der klinisch relevanteste Endpunkt für Tiermodelle ist nach wie vor die erfolgreiche Geburt; Bisher wurden Trächtigkeiten nach experimenteller UTx bei Mäusen, Ratten, Schafen, Kaninchen und Cynomolgus-Affen erreicht8. Während größere Tiere prädestiniert sind, sich Operationstechniken anzueignen und zu optimieren, haben Nagetiere den entscheidenden Vorteil einer kurzen Tragzeit. Daher sind Nagetiermodelle in praktischer, finanzieller und ethischer Hinsicht überlegen9. Die größte Herausforderung von UTx bei Mäusen ist jedoch die kleine Anatomie, wobei die sehr anspruchsvolle Operation mit der geringen Reproduzierbarkeit von murinem UTx10 verbunden ist. Im Gegensatz dazu sind Ratten chirurgisch besser zugänglich und behalten die Vorteile einer kurzen Tragzeit. Damit ist die Ratte zum Modell der Wahl für UTx9 geworden. Wranning et al. führten 2008 das Rattenmodell der orthotopen UTx ein, und unter Verwendung dieses Modells wurde die erste Lebendgeburt nach UTx und natürlicher Paarung berichtet11,12,13. Nachfolgende Studien haben entscheidende Beiträge zur Implementierung von UTx beim Menschen geleistet9.
Nichtsdestotrotz bleibt UTx bei Ratten eine Herausforderung, und nur wenige Gruppen beherrschen diese Operationstechnik bisher. Ein relevantes Hemmnis für die Verbreitung von Ratten-UTx unter den Forschern ist das Fehlen einer genauen Beschreibung der einzelnen mikrochirurgischen Schritte, der Fallstricke und der entsprechenden Maßnahmen zur Fehlerbehebung14. Ziel dieses Protokolls ist es, einen detaillierten Leitfaden für dieses hochkomplexe mikrochirurgische Verfahren bereitzustellen, um die Implementierung dieses Tiermodells in die zukünftige Forschung zu erleichtern.
Protocol
Representative Results
Discussion
Das hier vorgestellte Protokoll bietet detaillierte Anweisungen für das chirurgische Vorgehen bei der Uterustransplantation bei Ratten. Das Protokoll wurde optimiert, um die Wahrscheinlichkeit von Lebendgeburten nach UTx und anschließender Paarung zu erhöhen. Das ursprüngliche Protokoll wurde von der Brännström-Gruppeübernommen 12,13, inspiriert von der Mausarbeit von Akouri et al.10, und auf der Grundlage der Erfahrungen der Autore…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Studie wurde vom Schweizerischen Nationalfonds unterstützt (Projektbeitrag Nr. 310030_192736). Wir danken Dr. Frauke Seehusen vom Institut für Veterinärpathologie der Universität Zürich für ihre histopathologische Unterstützung.
Materials
| Angled to Side Scissor 5 mm | F.S.T | 15008-08 | |
| Big Paper Clip | No specific | Used as retractor | |
| Blunt Bend Needle G30 | Unimed S.A. | ||
| Bupivacain 0.5% | Sintetica | ||
| Buprenorphine 0.3 mg/mL | Temgesic | ||
| Dosiernadel G25 | H.SIGRIST& PARTNER AG | ||
| Dumont #5SF Forceps | F.S.T | 11252-00 | |
| Ethilon 10/0 | Ethicon | 2810G | |
| Ethilon 6/0 | Ethicon | 667H | |
| Ethilon 7/0 | Ethicon | EH7446H | |
| Ethilon 8/0 | Ethicon | 2808G | |
| Femal Brown Norway Rats (150-170 g) | Janvier | ||
| Femal Lewis Rats (150-170 g) | Charles River Deutschland | ||
| Fine Scissors – Sharp | F.S.T | 14060-09 | Any other small scissor works too |
| Halsey Micro Needle Holder | F.S.T | 12500-12 | Any other small needholder works too |
| Heparin Natrium 25000 I.E./ 5 mL | B. Braun | ||
| Institute Georges Lopez Perfusion Solution (IGL) | Institute Georges Lopez | Organ preservation solution | |
| Male Lewis Rats (300-320 g) | Charles River Deutschland | ||
| Micro Serrefines 13 mm | F.S.T | 18055-04 | |
| Micro Serrefines 16 mm gebogen | F.S.T | 18055-06 | |
| Micro-Serrefine Clamp Applicator with Lock | F.S.T | 18056-14 | |
| Mölnlyncke Op Towel | Mölnlyncke | 800300 | Sterile drape |
| NaCl 0.9% | B.Braun | ||
| Octenisept | Schülke | ||
| Paper Tape | Tesa | For fixing the animal | |
| Philips Avent Schneller Flaschenwärmer SCF358/02 | Philips | 12824216 | |
| Ringerfundin | B.Braun | ||
| Rompun 2% | Bayer | Xylazine | |
| Round Handled Needle Holders | F.S.T | 12075-12 | |
| Round Handled Needle Holders | F.S.T | 12075-12 | |
| S&T Vessel Dilating Forceps – Angled 45° | F.S.T | 00276-13 | |
| Sacryl Naht | KRUUSE | 152575 | |
| Scapel No 10 | Swann Morton | 201 | |
| Small Histo-Container | Any small histo-container works fine-for coldstorage of the graft | ||
| Small Plastik Bags | Any transparant plastic bags are fine | ||
| Steril Cotton swab | Lohmann-Rauscher | Any steril cotton swab is fine | |
| Sterile Gauze | Lohmann-Rauscher | Any steril gauze is fine | |
| Straight Scissor 8mm | F.S.T | 15024-10 | |
| Surgical microscope – SZX9 | Olympus | OLY-SZX9-B | |
| Sutter Non Stick GLISS 0.4 mm | Sutter | 78 01 69 SLS | |
| Suture Tying Forceps | F.S.T | 00272-13 | |
| ThermoLux warming mat | ThermoLux | ||
| Tissue Forceps for Skin | Any tissue forceps are fine | ||
| Vesseldilatator Forceps | F.S.T | 00125-11 | |
| Vicryl plus 4/0 | Ethicon | VCP292H |
References
- Richards, E. G., et al. Uterus transplantation: state of the art in 2021. Journal of Assisted Reproduction and Genetics. 38 (9), 2251-2259 (2021).
- Jones, B. P., et al. Options for acquiring motherhood in absolute uterine factor infertility; adoption, surrogacy and uterine transplantation. The Obstetrician & Gynaecologist. 23 (2), 138-147 (2021).
- Brannstrom, M., et al. The first clinical trial of uterus transplantation: surgical technique and outcome. American Journal of Transplantation. 14, 44 (2014).
- Ejzenberg, D., et al. Livebirth after uterus transplantation from a deceased donor in a recipient with uterine infertility. Lancet. 392 (10165), 2697-2704 (2018).
- Lavoue, V., et al. Which donor for uterus transplants: brain-dead donor or living donor? A systematic review. Transplantation. 101 (2), 267-273 (2017).
- O’Donovan, L., Williams, N. J., Wilkinson, S. Ethical and policy issues raised by uterus transplants. British Medical Bulletin. 131 (1), 19-28 (2019).
- Kisu, I., et al. Long-term outcome and rejection after allogeneic uterus transplantation in cynomolgus macaques. Journal of Clinical Medicine. 8 (10), 1572 (2019).
- Ozkan, O., et al. Uterus transplantation: From animal models through the first heart beating pregnancy to the first human live birth. Womens Health. 12 (4), 442-449 (2016).
- Favre-Inhofer, A., et al. Involving animal models in uterine transplantation. Frontiers in Surgery. 9, 830826 (2022).
- El-Akouri, R. R., Wranning, C. A., Molne, J., Kurlberg, G., Brannstrom, M. Pregnancy in transplanted mouse uterus after long-term cold ischaemic preservation. Human Reproduction. 18 (10), 2024-2030 (2003).
- Sahin, S., Selcuk, S., Eroglu, M., Karateke, A. Uterus transplantation: Experimental animal models and recent experience in humans. Turkish Journal of Obstetrics and Gynecology. 12 (1), 38-42 (2015).
- Wranning, C. A., Akhi, S. N., Diaz-Garcia, C., Brannstrom, M. Pregnancy after syngeneic uterus transplantation and spontaneous mating in the rat. Human Reproduction. 26 (3), 553-558 (2011).
- Wranning, C. A., Akhi, S. N., Kurlberg, G., Brannstrom, M. Uterus transplantation in the rat: Model development, surgical learning and morphological evaluation of healing. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 87 (11), 1239-1247 (2008).
- Brannstrom, M., Wranning, C. A., Altchek, A. Experimental uterus transplantation. Human Reproduction Update. 16 (3), 329-345 (2010).
- Diaz-Garcia, C., Akhi, S. N., Wallin, A., Pellicer, A., Brannstrom, M. First report on fertility after allogeneic uterus transplantation. Acta Obstetricia et Gynecologica Scandinavica. 89 (11), 1491-1494 (2010).
- R, E., Brown, M. J., Karas, A. Z. . Anesthesia and Analgesia in Laboratory Animals. 2nd edn. , (2008).
- Donovan, J., Brown, P. Euthanasia. Current Protocols. , 8 (2006).
- Rutledge, C., Raper, D. M. S., Abla, A. A. How I do it: superficial temporal artery-middle cerebral artery bypass for flow augmentation and replacement. Acta Neurochirurgica. 162 (8), 1847-1851 (2020).
- Kuo, S. C. -. H., et al. The multiple-U technique: a novel microvascular anastomosis technique that guarantees everted anastomosis sites with solid intima-to-intima contact. Plastic and Reconstructive Surgery. 149 (5), 981 (2022).
- Magee, D. J., Manske, R. C. . Pathology and Intervention in Musculoskeletal Rehabilitation. 2nd edn. , 25-62 (2016).
- Diaz-Garcia, C., Johannesson, L., Shao, R. J., Bilig, H., Brannstrom, M. Pregnancy after allogeneic uterus transplantation in the rat: perinatal outcome and growth trajectory. Fertility and Sterility. 102 (6), 1545-1552 (2014).
- Canovai, E., et al. IGL-1 as a preservation solution in intestinal transplantation: a multicenter experience. Transplant International. 33 (8), 963-965 (2020).
- Habran, M., De Beule, J., Jochmans, I. IGL-1 preservation solution in kidney and pancreas transplantation: A systematic review. PLoS One. 15 (4), 0231019 (2020).
- Mosbah, I. B., et al. IGL-1 solution reduces endoplasmic reticulum stress and apoptosis in rat liver transplantation. Cell Death & Disease. 3 (3), 279 (2012).
- Wiederkehr, J. C., et al. Use of IGL-1 preservation solution in liver transplantation. Transplantation Proceedings. 46 (6), 1809-1811 (2014).
- Tilney, N. L., Guttmann, R. D. Effects of initial ischemia/reperfusion injury on the transplanted kidney. Transplantation. 64 (7), 945-947 (1997).
- de Rougemont, O., Dutkowski, P., Clavien, P. A. Biological modulation of liver ischemia-reperfusion injury. Current Opinion in Organ Transplantation. 15 (2), 183-189 (2010).
- Jakubauskiene, L., et al. Relaxin and erythropoietin significantly reduce uterine tissue damage during experimental ischemia-reperfusion injury. International Journal of Molecular Sciences. 23 (13), 7120 (2022).
- Wang, Y., Wu, Y., Peng, S. Resveratrol inhibits the inflammatory response and oxidative stress induced by uterine ischemia reperfusion injury by activating PI3K-AKT pathway. PLoS One. 17 (6), 0266961 (2022).
- Kisu, I., et al. Risks for donors in uterus transplantation. Reproductive Sciences. 20 (12), 1406-1415 (2013).
- Jones, B. P., et al. Uterine transplantation in transgender women. BJOG: an International Journal of Obstetrics and Gynaecology. 126 (2), 152-156 (2019).
