Un protocole simple pour cartographier les caractéristiques de l’architecture du système racinaire végétal
Summary
Nous utilisons des outils de laboratoire simples pour examiner l’architecture du système racinaire (RSA) d’Arabidopsis et de Medicago. Les plantules sont cultivées en hydroponie sur des mailles et étalées à l’aide d’un pinceau d’art pour révéler le RSA. Les images sont prises à l’aide d’un balayage ou d’une caméra haute résolution, puis analysées avec ImageJ pour cartographier les traits.
Abstract
Une connaissance approfondie de l’élaboration de l’architecture du système racinaire des plantes (ASF) est essentielle pour améliorer l’efficacité de l’utilisation des éléments nutritifs et accroître la tolérance des cultivars aux défis environnementaux. Un protocole expérimental est présenté pour la mise en place du système hydroponique, la croissance des plantules, l’épandage RSA et l’imagerie. L’approche a utilisé un système hydroponique à base de boîte magenta contenant un treillis en polypropylène soutenu par des cales en polycarbonate. Les contextes expérimentaux sont illustrés par l’évaluation de l’ARS des plantules sous divers apports en éléments nutritifs (phosphate [Pi]). Le système a été établi pour examiner le RSA d’Arabidopsis, mais il est facilement adaptable pour étudier d’autres plantes comme Medicago sativa (luzerne). Les plantules d’Arabidopsis thaliana (Col-0) sont utilisées dans cette étude comme exemple pour comprendre le RSA de la plante. Les graines sont stérilisées en surface en traitant à l’éthanol et à l’eau de Javel commerciale diluée, et conservées à 4 °C pour la stratification. Les graines sont germées et cultivées sur un milieu liquide demi-MS sur un treillis de polypropylène soutenu par des coins en polycarbonate. Les plantules sont cultivées dans des conditions de croissance standard pendant le nombre de jours souhaité, délicatement choisies dans le maillage et immergées dans des plaques de gélose contenant de l’eau. Chaque système racinaire des plantules est étalé doucement sur la plaque remplie d’eau à l’aide d’un pinceau d’art rond. Ces plaques de Petri sont photographiées ou scannées à haute résolution pour documenter les traits RSA. Les caractéristiques des racines, telles que la racine primaire, les racines latérales et la zone de ramification, sont mesurées à l’aide du logiciel ImageJ disponible gratuitement. Cette étude fournit des techniques pour mesurer les caractéristiques des racines des plantes dans des environnements environnementaux contrôlés. Nous discutons de la façon (1) de cultiver les plantules et de collecter et de répandre des échantillons de racines, (2) d’obtenir des images d’échantillons de RSA étalés, (3) de capturer les images et (4) d’utiliser un logiciel d’analyse d’images pour quantifier les attributs racinaires. L’avantage de la méthode actuelle est la mesure polyvalente, facile et efficace des traits RSA.
Introduction
L’architecture du système racinaire (RSA), qui est souterraine, est un organe vital pour la croissance et la productivitédes plantes 1,2,3. Après le stade embryonnaire, les plantes subissent leurs changements morphologiques les plus importants. La façon dont les racines poussent dans le sol affecte grandement la croissance des parties de la plante au-dessus du sol. La croissance racinaire est la première étape de la germination. C’est un trait informatif car il répond de manière unique aux différents nutriments disponibles 1,2,3,4. Le RSA présente un degré élevé de plasticité développementale, ce qui signifie que l’environnement est toujours utilisé pour prendre des décisions concernant le développement 2,5. Les changements dans l’environnement ont rendu la production agricole plus difficile dans le scénario actuel. Sur une base continue, le RSA intègre les signaux environnementaux dans les choix de développement5. Par conséquent, une compréhension approfondie des principes qui sous-tendent le développement racinaire est essentielle pour apprendre comment les plantes réagissent aux environnements changeants 2,5.
Le RSA détecte les concentrations variables de nutriments et rend les altérations phénotypiques 4,6,7,8,9,10,11,12. Des études suggèrent que la morphologie racinaire/RSA est très plastique par rapport à la morphologiedes pousses 1,3. La cartographie des caractères RSA est très efficace pour enregistrer l’effet de la modification de l’environnement du sol environnant 1,11,12.
En général, des divergences dans l’effet de diverses carences nutritionnelles sur le phénotype racinaire ont été signalées dans de nombreuses études antérieures 3,11,13,14,15. Par exemple, il existe plusieurs rapports contrastés sur les changements induits par la famine de phosphate (Pi) dans le nombre, la longueur et la densité des racines latérales (LR). Une augmentation de la densité LR a été signalée dans l’état de carence en Pi 6,8. En revanche, une diminution de la densité LR dans des conditions déficientes en Pi a également été rapportée par d’autres auteurs 3,13,16. L’une des principales causes de ces incohérences est l’utilisation du milieu gélifiant élémentaire sujet à la contamination, dont la gélose en contient souvent10. Les chercheurs cultivent généralement leurs plantes expérimentales sur un système de plaques à base d’agar et enregistrent les traits racinaires. De nombreux traits RSA sont souvent dissimulés ou incrustés dans la gélose et ne peuvent pas être documentés. Les expériences liées à l’induction d’une carence en nutriments, dans lesquelles les utilisateurs excluent souvent totalement un composant du milieu, ne peuvent pas être réalisées dans un milieu gélifiant élémentaire sujet à la contamination11,14,15. De nombreux nutriments sont fréquemment présents en quantités importantes dans les milieux gélosé, y compris P, Zn, Fe et bien d’autres11,14,15. En outre, la croissance du RSA est plus lente dans les milieux liquides à base d’agar que dans les milieux liquides non à base d’agar. Par conséquent, il est nécessaire d’établir une autre approche non fondée sur la gélose pour quantifier et enregistrer qualitativement le phénotype de l’ASR. Par conséquent, la méthode actuelle a été développée, dans laquelle les plantules sont élevées dans un système hydroponique à base de boîte magenta sur un treillis de polypropylène soutenu par des coins en polycarbonate 1,10,11.
Cette étude présente une version improvisée détaillée de la méthode antérieure décrite par Jain et al.10. Cette stratégie a été adaptée aux demandes actuelles en biologie des racines des plantes et peut également être utilisée pour des plantes comme la luzerne, autres que les plantes modèles. Le protocole est le principal moyen de mesurer les changements dans RSA, et il ne nécessite qu’un équipement simple. Le présent protocole illustre comment phénotyper plusieurs caractéristiques racinaires, telles que les racines primaires et latérales en milieu normal et modifié (Pi déficient). Des instructions étape par étape et d’autres conseils utiles tirés des expériences de l’auteur sont fournis pour aider les chercheurs à suivre les méthodologies offertes dans cette méthode. La présente étude vise à fournir une méthode simple et efficace pour révéler l’ensemble du système racinaire des plantes, y compris les LR d’ordre supérieur. Cette méthode consiste à étaler manuellement le système racinaire avec un pinceau rond d’aquarelle, permettant un contrôle précis de l’exposition des racines 1,10,11,12. Il ne nécessite pas d’équipement coûteux ou de logiciel compliqué. Cette méthode a amélioré l’absorption des nutriments et le taux de croissance; Les plantes ont une solution riche en nutriments facilement absorbée par leurs racines. La méthode actuelle convient aux chercheurs qui souhaitent cartographier en détail les caractéristiques du système racinaire d’une plante, en particulier au début du développement (10-15 jours après la germination). Il convient aux petits systèmes racinaires, aux plantes modèles comme Arabidopsis et le tabac, et aux plantes non conventionnelles comme la luzerne jusqu’à ce que leur système racinaire rentre dans les boîtes magenta.
Les étapes de l’analyse phénotypique du développement du RSA chez Arabidopsis sont décrites dans ce protocole comme suit: (1) la méthode de stérilisation de la surface des semences pour les plantes (Arabidopsis), (2) les étapes de mise en place du système hydroponique, suivie du semis des graines sur un milieu, (3) la procédure de prélèvement des semis complets et d’épandage sur la plaque de Petri pour l’analyse RSA, (4) comment enregistrer les images pour RSA, et (5) calculer les paramètres RSA importants à l’aide du logiciel ImageJ.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ce travail a démontré la cartographie de RSA à l’aide d’un équipement de laboratoire simple. En utilisant cette méthode, les altérations phénotypiques sont enregistrées au niveau raffiné. L’avantage de cette stratégie est que la portion de pousses n’entre jamais en contact avec les milieux, de sorte que le phénotype des plantules est original. Cette méthode consiste à mettre en place un système hydroponique pour faire pousser des plantules comme décrit dans le protocole. Ensuite, chaque plantule es…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous remercions le département de l’Agriculture des États-Unis (subvention 58-6406-1-017) d’appuyer cette recherche. Nous remercions également le WKU Biotechnology Centre, Western Kentucky University, Bowling Green, KY, États-Unis, et le directeur du CSIR Central Institute of Medicinal and Aromatic Plants, Lucknow, Inde, pour avoir fourni les installations et le soutien de l’instrument (communication manuscrite CIMAP du CSIR n° CIMAP/PUB/2022/103). SS reconnaît le soutien financier de l’Université Saint-Joseph, Philadelphie, États-Unis.
Materials
| Arabidospsis thaliana (Col 0) | Lehle Seeds | WT-02 | Columbia (Col-0**, no markers)* |
| Art brushes | Amazon or any other vendor | Water color round brush size no. 14 (8 mm), 16 (9.5 mm), 18 (12 mm), and 20 (14.2 mm) | |
| Automated Microscope with digital camera | Leica Microsystems | LAS version 4.12.0, Leica Microsystems | |
| Imaging Software | ImageJ | ImageJ V 1.8.0 |
|
| Magenta box GA-7 | Fisher Scientific | 50-255-176 | |
| Medicago sativa | Johnny's Seeds | ||
| Petri-plate (150 mm x 15 mm) | USA Scientific | 8609-0215 | 150 mm x 15 mm PS Petri Dish (https://www.usascientific.com) |
| Photo camera | Cannon or Nikon | Any high mega pixel (atleast 12 mega pixel per inch) camera on macro mode | |
| Plant-Agar | Sigma-Aldrich | A3301 | Agargel Suitable for plant tissue culture |
| Polycarbonate Sheets | Amazon | 1 mm thick | |
| Polypropylene Mesh | Amazon | Pore size 250 µm, 500 µm and 1000 µm | |
| Scanner | Epson | Epson Perfection V700 Photo (Scan at 600 dpi) |
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