Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Production de sérum conditionné autologue modifié et évaluation ex vivo de son potentiel de guérison dans l’épithélium cornéen murin

3.3K vues

⸱

DOI :

10.3791/64911

⸱

24 mars 2023

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Education, Chang Gung Memorial Hospital Linkou, 2School of Medicine, Chang Gung University, 3Department of Chemical Engineering and Biotechnology, National Taipei University of Technology, 4Cell Therapy Center, Tri-Service General Hospital, 5Department of General Surgery, Bo-Ai Clinic, 6Department of Ophthalmology, Chang Gung Memorial Hospital Linkou, 7Institute of Clinical Medicine, National Yang Ming Chiao Tung University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit un protocole visant à simplifier le processus et à rendre la préparation du sérum conditionné autologue (ACS) moins coûteuse. Aucune seringues spéciales ou perles de verre revêtues en surface n’est nécessaire. De plus, l’ACS modifié (mACS) présente des avantages concurrentiels par rapport au sérum autologue conventionnel dans la cicatrisation des plaies cornéennes des yeux murins ex vivo.

Résumé

Les thérapies topiques dérivées du sang humain ont été une aubaine pour les cliniciens au cours des dernières décennies. Le sérum autologue (SA) et le plasma riche en plaquettes (PRP) sont enrichis en facteurs de croissance épithéliotropes essentiels à la cicatrisation des plaies cornéennes. Contrairement à la SA, le PRP est basé sur un système de centrifugation différentielle, produisant davantage de facteurs de croissance dérivés des plaquettes. Le sérum conditionné autologue (ACS) préserve non seulement la préparation de la SA et du PRP, mais se concentre également sur les propriétés immunomodulatrices, qui sont importantes dans les maladies inflammatoires.

L’absence de protocoles normalisés et les coûts de préparation élevés sont des limites pour l’application clinique du SCA. Cette expérience vidéo démontre une procédure opératoire standard pour la préparation de gouttes ophtalmiques à sérum conditionné autologue modifié (mACS). Tout d’abord, le glycérol a été ajouté dans les seringues d’héparine comme stabilisateur des cellules sanguines pendant l’incubation hypoxique. Pour activer les cellules sanguines, une incubation de 4 h à 37 °C a été initiée. Ensuite, les échantillons de sang ont été centrifugés à 3 500 × g pendant 10 min à température ambiante. Après filtration du surnageant à travers un filtre de 0,22 μm, les gouttes ophtalmiques mACS ont été entièrement préparées.

Un essai provisoire de l’effet thérapeutique du mACS a montré qu’il pourrait avoir des avantages concurrentiels par rapport à la SA conventionnelle dans la cicatrisation des plaies cornéennes dans les yeux de souris ex vivo . La SA utilisée dans cette étude a été préparée en fonction des études publiées et de la pratique clinique dans notre hôpital. Par conséquent, l’efficacité du mACS sur les maladies de la surface oculaire pourrait être évaluée dans de futures recherches par le biais d’études in vivo sur des animaux et d’essais cliniques.

Introduction

Les effets thérapeutiques du sérum autologue (SA) dans les maladies de la sécheresse oculaire ont été signalés pour la première fois dans les années 1980 par Fox et coll.1. On pense que la propriété lubrifiante et les composants biochimiques épithéliotropes essentiels de la SA, imitant les larmes naturelles, favorisent la prolifération des cellules épithéliales cornéennes. Au cours des dernières décennies, plusieurs études ont été réalisées sur cette base. Les composants trophiques comprennent le facteur de croissance épidermique (EGF), la vitamine A, le facteur de croissance transformant β (TGF-β) et d’autres cytokines. Fait intéressant, le sérum est riche en TGF-β et en vitamine A, qui joueraient un rôle central dans la prolifération épidermique 2,3,4,5. En outre, lors du traitement de patients atteints de maladies de la surface oculaire, plusieurs études ont montré certains avantages des gouttes ophtalmiques SA dans les résultats rapportés par les patients, d’autres paramètres objectifs de sécheresse oculaire 6,7 et des résultats microscopiques tels que la densité cellulaire8. Les études de méta-analyse ont révélé qu’il pourrait y avoir certains avantages à améliorer les syndromes des patients avec le traitement par gouttes ophtalmiques SA, mais les résultats et les observations à long terme font encore défaut 9,10.

Contrairement à la SA, le plasma riche en plaquettes (PRP) est dérivé de l’ajout d’un anticoagulant pendant la préparation, avec une centrifugation différentielle supplémentaire et une activation chimique des plaquettes. Par rapport à la SA, de nombreux produits chimiques et facteurs de croissance, tels que le TGF-β, le facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF) et l’EGF, sont présents dans le PRP. Il a également été appliqué aux maladies de la surface oculaire avec des avantages cliniques dans le soulagement des symptômes11.

La réticulation entre les défauts épithéliaux et l’inflammation est complexe. Notamment, l’immunophysiopathologie est un autre problème important dans les maladies de la surface oculaire. Les cytokines pro-inflammatoires, telles que l’IL-1β et l’IFN-γ, seraient des médiateurs essentiels dans les cascades inflammatoires12. De nouvelles pistes de traitement s’ouvrent ainsi à partir de la compréhension du mécanisme immunitaire. Les stratégies visant à arrêter ce processus inflammatoire, y compris la production d’antagoniste des récepteurs de l’interleukine-1 (IL-1Ra) et d’autres cytokines anti-inflammatoires, peuvent également jouer un rôle important dans les maladies de la surface oculaire13,14,15.

Depuis 1998, Orthokine, un sérum conditionné autologue commercialisé (SCA), est utilisé cliniquement chez les patients orthopédiques souffrant d’arthrose, de polyarthrite rhumatoïde (PR) et de troubles de la colonne vertébrale13. Par rapport à l’AS et au PRP, le traitement avec des billes de verre enduites chimiquement et l’incubation hypoxique pour activer les monocytes sont les caractéristiques spécifiques de l’ACS16. Théoriquement, plus de facteurs anti-inflammatoires peuvent être sécrétés en ajoutant un stress de survie aux cellules, ce qui entraîne une concentration plus élevée de composants immunomodulateurs essentiels, y compris l’IL-1Ra. L’amélioration des bénéfices thérapeutiques du SCA dans l’arthrose, par rapport à la SA, a également été rapportée17. Les maladies de la surface oculaire partagent des antécédents immunitaires similaires à ceux des maladies inflammatoires orthopédiques à certains égards. Par conséquent, sur la base des résultats positifs de la thérapie dérivée du sang humain dans le domaine orthopédique, ACS pourrait présenter des avantages par rapport aux traitements conventionnels en pratique clinique par des propriétés épithéliotropes et immunomodulatrices. Bien que le SCA ait été largement utilisé dans les maladies inflammatoires orthopédiques, ses applications cliniques en ophtalmologie doivent encore être explorées, ce qui peut être entravé par son coût élevé, le manque de support documentaire et le manque de normalisation du processus de préparation, ce qui entraîne des performances diverses.

Dans cet article vidéo, une méthode novatrice, rentable et pratique a été démontrée pour générer l’ACS modifié (mACS), ou plasma riche en facteurs de croissance (PRGF), produisant une solution de gouttes oculaires avec une valeur pratique comparable aux ACS commercialisés. Les idées clés de l’ajout d’anticoagulants et du déclenchement de la sécrétion de cytokines anti-inflammatoires par incubation stressée par les cellules sanguines ont été retenues, mais contrairement aux méthodes induites chimiquement, telles que celles basées sur des perles de verre enduites de CrSO4 et des kits commerciaux, le statut de stress critique est physiquement induit par l’incubation hypoxique dans cette méthode. De plus, le glycérol a été ajouté pour fournir des avantages supplémentaires, y compris une augmentation de la stabilité de la membrane des cellules sanguines, le maintien d’une pression de fluide extracellulaire osmotiqueappropriée 18 et une source appropriée de nutriments dans des conditions hypoxiques qui évitent de surcharger les cellules.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

La recherche a été effectuée conformément aux lignes directrices institutionnelles au début de la section du protocole. Tous les protocoles et procédures ont été mis en œuvre conformément à la Déclaration d’Helsinki et ont été examinés et approuvés par le Comité d’examen institutionnel de la Fondation médicale Chang Gung. Tous les volontaires ont été informés de la nature de cette étude et ont signé un formulaire de consentement éclairé avant leur inclusion. Les consommables nécessaires à l’ensemble de la procédure expérimentale sont présentés à la figure 1 et à la figure 2, ainsi que dans le tableau des matériaux.

1. Préparation des matériaux nécessaires à la production de gouttes ophtalmiques mACS

  1. Préparer 250 mL de solution de glycérol à 10 % et conserver un ensemble de perfusion à ailes papillon de 21 g, une seringue de 3 mL sans aiguille et six tubes vacutainer de 10 ml contenant de l’héparine 158 unités USP (Figure 1).
  2. Connectez l’aiguille de prélèvement sanguin de 21 G à la seringue de 3 mL et retirez 3 mL de solution de glycérol à 10 % dans la seringue préparée.
    REMARQUE : Tous les matériaux doivent être stérilisés avant l’insertion de l’aiguille.
  3. Répartir la solution de glycérol à 10 % dans les tubes vacutainer en séquence, avec environ 0,5 mL de solution de glycérol à 10 % dans chacun (Figure 3A).
    REMARQUE: En raison de la pression négative dans le tube à essai, l’aiguille doit sortir immédiatement après son entrée pour répartir uniformément 3 mL de solution de glycérol dans les six tubes à essai.
  4. Stérilisez la peau du patient avec des cotons-tiges stériles à 75% d’alcool. Percez la veine superficielle des membres supérieurs du patient avec l’aiguille de prélèvement sanguin de 18 G. Prélever 60 à 70 mL de sang veineux de la veine superficielle au total.

2. Préparation pour les gouttes ophtalmiques mACS

  1. Injecter séquentiellement 10 mL du sang veineux prélevé dans chacun des six tubes vacutainer (figure 3B).
    REMARQUE: Cette étape repose sur la pression négative du vide pour remplir les tubes. Pour éviter la perturbation des cellules sanguines et l’hémolyse, n’appliquez aucune pression positive.
  2. Placer les six tubes vacutainer dans l’incubateur à température constante de 37 °C pendant 4 h (figure 3C).
    REMARQUE: L’état hypoxique est maintenu et stabilisé par la pression négative restante dans un tube scellé qui a reçu du glycérol.
  3. Sortez les tubes de l’incubateur après 4 h et centrifugez-les à 3 500 × g pendant 10 min à température ambiante.
  4. À ce stade, préparez le matériel pour l’extraction du mACS, y compris les flacons de gouttes ophtalmiques stérilisés, une seringue de 3 ml avec l’aiguille, un filtre de 0,22 μm, une aiguille de 18 g et une paire de gants stériles (figure 2).
    REMARQUE: La table d’opération doit être essuyée avec de l’alcool à 75% pour assurer un environnement aseptique. Le surnageant, après centrifugation, est déjà un produit semi-fini de mACS.
  5. Placez les six tubes sur la grille à tubes et ouvrez les bouchons après une centrifugation complète (Figure 3D).
    REMARQUE: La stérilité n’est pas requise dans cette étape.
  6. Mettez des gants stériles et retirez le mACS un par un à l’aide d’une seringue de 3 ml avec une aiguille de 18 g.
    REMARQUE : Veillez à ne pas prélever la couche inférieure de cellules sanguines au cours de cette étape (Figure 3E).
  7. Retirez l’aiguille, branchez-la au filtre de 0,22 μm et connectez l’aiguille de prélèvement sanguin de 23 G, 1,5 po avec la seringue originale de 3 mL à la sortie ci-dessous (Figure 3F).
  8. Poussez doucement l’aiguille à travers le filtre de 0,22 μm dans les flacons de gouttes ophtalmiques stériles préparés (Figure 3G).
  9. Répétez les étapes ci-dessus jusqu’à ce que tous les mACS aient été filtrés et stockés dans des flacons de gouttes ophtalmiques (Figure 3H).
  10. Conservez les gouttes ophtalmiques mACS à 4 °C pour une utilisation immédiate; conserver à -20 °C pour une conservation à long terme.
    NOTE: Ne pas les conserver plus de 2 semaines à 4 °C ou plus de 3 mois à -20 °C 9,19.

3. Modèle de cicatrisation ex vivo de l’épithélium cornéen murin

NOTE: Le modèle animal ex vivo suivant était basé sur l’expérience antérieure de Hung et al. sur les lésions mécaniques de l’épithélium cornéen20. Les étapes suivantes doivent être effectuées au microscope pour créer une plaie épithéliale cornéenne bien circonscrite et cohérente.

  1. Anesthésier les souris C57BL/6 avec 3 % à 4 % d’isoflurane. Indenter le poinçon de biopsie cutanée sur la cornée centrale murine, en laissant un cercle peu profond sur l’épithélium comme une marge uniforme de la plaie.
    REMARQUE: Soyez doux pour éviter la rupture du globe oculaire.
  2. Débrider l’épithélium cornéen dans la zone confirmée jusqu’à la couche de Bowman, avec un dissolvant de l’anneau de rouille cornéenne équipé d’une bavure de 0,5 mm.
  3. Pour établir le modèle animal ex vivo de la plaie cornéenne mécanique, récoltez le globe oculaire et préparez bien la culture.
    1. Euthanasier les souris en premier; Ensuite, appuyez doucement sur les bords orbitaux supérieurs et inférieurs des souris, introduisez la pointe de la pince sur l’espace rétrobulbaire, puis sortez le globe oculaire et tenez-le par la pince.
    2. Coupez le nerf optique et les tissus mous périorbitaires avec des ciseaux cornéens pour isoler parfaitement le globe oculaire.
    3. Préparez une assiette de 96 puits avec de la cire fondue à l’intérieur. Créez rapidement un trou rond à l’aide des pointes des pinces, puis attendez la solidification.
  4. Préparer les milieux à tester : 0,5 % mACS, 0,5 % AS à titre de comparaison, solution saline normale comme témoin négatif et milieu d’Eagle modifié de Dulbecco (DMEM).
    REMARQUE: mACS est obtenu en utilisant le protocole mentionné ci-dessus.
  5. Pour la culture ex vivo , placer le globe oculaire récolté sur la plaque préparée à 96 puits. Ajouter 200 μL de chaque milieu dans la plaque de 96 puits.
  6. Placer la plaque de culture de 96 puits dans l’incubateur à 37 °C avec 5% de CO2. Assurez-vous que les milieux de culture sont changés toutes les 24 heures.
  7. Pour confirmer l’effet séquentiel de cicatrisation, surveiller la zone de la plaie épithéliale au microscope toutes les 8 heures par coloration à la fluorescéine.
    1. Dissoudre la fluorescéine sur le papier fluorescéine avec une solution saline normale.
    2. Déposez le colorant fluorescéine sur la cornée centrale murine, puis observez-le et documentez-le au microscope. Un résultat typique est illustré à la figure 4.
      REMARQUE : Une goutte (environ 0,05 mL) de colorant fluorescéine suffit pour l’observation.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Les figures 1 et 2 montrent les matériaux nécessaires à l’expérience, et la figure 3 montre les étapes séquentielles et les produits intermédiaires réussis lors de la préparation du mACS. Tout d’abord, 0,5 mL de solution de glycérol à 10 % a été ajouté dans chaque tube à essai stérile de 10 mL (figure 3A). Ensuite, 60 à 70 mL de sang veineux ont été obtenus du patient, et 10 mL de sang ont été injectés ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Dans cette étude, un protocole pour la préparation du mACS est décrit et le bénéfice des gouttes ophtalmiques mACS dans la cicatrisation des plaies de modèles animaux est également démontré. La modification cruciale de ce protocole mACS est l’ajout d’environ 0,5 mL de solution de glycérol à 10% dans chaque tube à essai, ce qui crée des conditions hypoxiques appropriées pendant l’incubation de 4 heures à 37 °C. Ce réglage fournit à l’AS un stress approprié et incite les cellules à sécréter les facteurs de croissance néce...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Tous les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts.

Remerciements

Les auteurs remercient Ya-Lan Chien et-Ying Lee pour leur excellente assistance technique, et OnLine English Company pour l’édition linguistique. Cette étude a été financée en partie par Chang Gung Medical Research Project (subvention n° CMRPG3L1491).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
  ; Plaque de culture 96 puitsMerck KGaA, AllemagneCLS3997
Couvercle Barraquer spéculumkatenaK1-535515 mm
Porte-aiguille BarraquerKatenaK6-3310sans serrure.
Barron Vacuum Punch 8,0 mmkatenaK20-2108pour la coupe du papier filtre
BD 10,0 mL tubes vacutainer contenant de l’héparine 158 unités USPBecton, Dickinson and Company, US367880Au moins 6 tubes, nécessaires pour prélever du sang pour les expériences ultérieures et pour éviter l’agglutination du sang
BD 21 G Kit de perfusion à ailes papillonBecton, Dickinson and Company, États-Unis367281Pour une distribution uniforme de la solution de glycérol
C57BL/6 souris  ;National Laboratory Animal CenterRMRC11005pour modèle de souris
Castroviejo pince 0,12 mmkatena  ;Centrifugeuse K5-2500
Eppendorf, Allemagne58110004283 500 x g pendant 10 min
Cheng Yi 10,0 mL stérilisé flacon compte-gouttes oculaire ChengYi Chemical, TaiwanCP405141Doit être stérile et comme récipient de stockage pour le produit final
Dissolvant d’anneau de rouille cornéenne avec meule de 0,5 mmAlgerbrush IITM ; Alger Equipment Co., Inc. Lago Vista, TXCHI-675pour le débridement de l’épithélium cornéen
Milieu essentiel minimal modifié de DulbeccoMerck KGaA, AllemagneD6429
Papier filtre  ;Toyo Roshi Kaisha, Ltd.1.11
Bandelettes ophtalmiques à la fluorescéine sodique U.S.POPTITECHOPTFL100 coloration pour défaut épithélial cornéen  ;
IncubateurFirstek, TaïwanS300S37 ° ; C pour 4 h
Kanam gants stériles KanamLatex Industries, IndeEN455Pour un fonctionnement aseptique
Merck 0.22 µ ; Filtre mMerck KGaA, AllemagnePR05359Au moins 2 filtres pour la filtration mACS
Nang Kuang 250 mL 10 % de solution glycéroliqueNang Kuang Pharmaceutical, Taiwan19496Pour offrir un effet de stabilisation membranaire approprié et une pression osmotique extracellulaire pour les cellules sanguines
Saline normaleTAIWAN BIOTECH CO., LTD.100-120-1101
Poinçon de biopsie cutanée 2mmSTIEFEL22650
StéréomicroscopeCarl Zeiss Meditec, Dublin, CAMicroscope SV11pour la chirurgie
Terumo Aiguille 18 GTerumo, TaiwanSeringue SMACF0120-18BX3.0 mL avec aiguille 18 G pour extraire le surnageant après centrifugation
Seringue Terumo 20.0 mLTerumo, TaiwanMDSS20ESPourrait être utilisé pour collecter le sérum après la centrifugation initiale et l’utiliser pour la centrifugation secondaire.
La seringue Terumo de 3,0 mL avec l’aiguille de 23 GTerumo, TaïwanMDSS03S2325seringue de 3,0 mL est utilisée pour extraire le surnageant après centrifugation. Connectez ensuite le filtre et l’aiguille 23 G pour l’injection dans les flacons de gouttes ophtalmiques.
Ciseaux de ténotomie Westcott MediumkatenaK4-3004
de

Références

  1. Fox, R. I., Chan, R., Michelson, J. B., Belmont, J. B., Michelson, P. E. Beneficial effect of artificial tears made with autologous serum in patients with keratoconjunctivitis sicca. Arthritis and Rheumatology. 27 (4), 459-461 (1984).
  2. Noble, B. A., et al. Comparison of autologous serum eye drops with conventional therapy in a randomised controlled crossover trial for ocular surface disease. The British Journal of Ophthalmology. 88 (5), 647-652 (2004).
  3. Bradley, J. C., Bradley, R. H., McCartney, D. L., Mannis, M. J. Serum growth factor analysis in dry eye syndrome. Clinical & Experimental Ophthalmology. 36 (8), 717-720 (2008).
  4. Alshammari, T. M., Al-Hassan, A. A., Hadda, T. B., Aljofan, M. Comparison of different serum sample extraction methods and their suitability for mass spectrometry analysis. Saudi Pharmaceutical Journal. 23 (6), 689-697 (2015).
  5. Tsubota, K., et al. Treatment of dry eye by autologous serum application in Sjögren's syndrome. The British Journal of Ophthalmology. 83 (4), 390-395 (1999).
  6. Urzua, C. A., Vasquez, D. H., Huidobro, A., Hernandez, H., Alfaro, J. Randomized double-blind clinical trial of autologous serum versus artificial tears in dry eye syndrome. Current Eye Research. 37 (8), 684-688 (2012).
  7. Cui, D., Li, G., Akpek, E. K. Autologous serum eye drops for ocular surface disorders. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 21 (5), 493-499 (2021).
  8. Jirsova, K., et al. The application of autologous serum eye drops in severe dry eye patients; subjective and objective parameters before and after treatment. Current Eye Research. 39 (1), 21-30 (2014).
  9. Pan, Q., Angelina, A., Marrone, M., Stark, W. J., Akpek, E. K. Autologous serum eye drops for dry eye. Cochrane Database of Systematic Reviews. 2 (2), (2017).
  10. Wang, L., et al. Autologous serum eye drops versus artificial tear drops for dry eye disease: a systematic review and meta-analysis of randomized controlled trials. Ophthalmic Research. 63 (5), 443-451 (2020).
  11. Soni, N. G., Jeng, B. H. Blood-derived topical therapy for ocular surface diseases. The British Journal of Ophthalmology. 100 (1), 22-27 (2016).
  12. Solomon, A., et al. anti-inflammatory forms of interleukin-1 in the tear fluid and conjunctiva of patients with dry-eye disease. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 42 (10), 2283-2292 (2001).
  13. Meijer, H., Reinecke, J., Becker, C., Tholen, G., Wehling, P. The production of anti-inflammatory cytokines in whole blood by physico-chemical induction. Inflammation Research. 52 (10), 404-407 (2003).
  14. Bielory, B. P., Shah, S. P., O'Brien, T. P., Perez, V. L., Bielory, L. Emerging therapeutics for ocular surface disease. Current Opinion in Allergy and Clinical Immunology. 16 (5), 477-486 (2016).
  15. Stevenson, W., Chauhan, S. K., Dana, R. Dry eye disease: an immune-mediated ocular surface disorder. Archives of Ophthalmology. 130 (1), 90-100 (2012).
  16. Yang, J., Guo, A., Li, Q., Wu, J. Platelet-rich plasma attenuates interleukin-1β-induced apoptosis and inflammation in chondrocytes through targeting hypoxia-inducible factor-2α. Tissue and Cell. 73, 101646(2021).
  17. Shakouri, S. K., Dolati, S., Santhakumar, J., Thakor, A. S., Yarani, R. Autologous conditioned serum for degenerative diseases and prospects. Growth Factors. 39 (1-6), 59-70 (2021).
  18. Gull, M., Pasek, M. A. The role of glycerol and its derivatives in the biochemistry of living organisms, and their prebiotic origin and significance in the evolution of life. Catalysts. 11 (1), 86(2021).
  19. Drew, V. J., Tseng, C. L., Seghatchian, J., Burnouf, T. Reflections on dry eye syndrome treatment: therapeutic role of blood products. Frontiers in Medicine. 5, 33(2018).
  20. Hung, K. H., Yeh, L. K. Ex vivo and in vivo animal models for mechanical and chemical injuries of corneal epithelium. Journal of Visualized Experiments. (182), e63217(2022).
  21. Geerling, G., Maclennan, S., Hartwig, D. Autologous serum eye drops for ocular surface disorders. The British Journal of Ophthalmology. 88 (11), 1467-1474 (2004).
  22. Rutgers, M., Saris, D. B., Dhert, W. J., Creemers, L. B. Cytokine profile of autologous conditioned serum for treatment of osteoarthritis, in vitro effects on cartilage metabolism and intra-articular levels after injection. Arthritis Research & Therapy. 12 (3), R114(2010).
  23. Antebi, B., et al. Short-term physiological hypoxia potentiates the therapeutic function of mesenchymal stem cells. Stem Cell Research & Therapy. 9 (1), 265(2018).
  24. Chen, Y. M., Wang, W. Y., Lin, Y. C., Tsai, S. H., Lou, Y. T. Use of autologous serum eye drops with contact lenses in the treatment of chemical burn-induced bilateral corneal persistent epithelial defects. BioMed Research International. 2022, 6600788(2022).
  25. Diaz-Valle, D., et al. Comparison of the efficacy of topical insulin with autologous serum eye drops in persistent epithelial defects of the cornea. Acta Ophthalmologica. 100 (4), e912-e919 (2022).
  26. Metheetrairut, C., et al. Comparison of epitheliotrophic factors in platelet-rich plasma versus autologous serum and their treatment efficacy in dry eye disease. Scientific Reports. 12 (1), 8906(2022).
  27. NaPier, E., Camacho, M., McDevitt, T. F., Sweeney, A. R. Neurotrophic keratopathy: current challenges and future prospects. Annals of Medicine. 54 (1), 666-673 (2022).
  28. Garcia-Conca, V., et al. Efficacy and safety of treatment of hyposecretory dry eye with platelet-rich plasma. Acta Ophthalmologica. 97 (2), e170-e178 (2019).
  29. Gholian, S., et al. Use of autologous conditioned serum dressings in hard-to-heal wounds: a randomised prospective clinical trial. Journal of Wound Care. 31 (1), 68-77 (2022).
  30. Raeissadat, S. A., Rayegani, S. M., Jafarian, N., Heidari, M. Autologous conditioned serum applications in the treatment of musculoskeletal diseases: a narrative review. Future Science OA. 8 (2), 776(2022).
  31. Tokawa, P. K. A., Brossi, P. M., Baccarin, R. Y. A. Autologous conditioned serum in equine and human orthopedic therapy: A systematic review. Research in Veterinary Science. 146, 34-52 (2022).
  32. Evans, C. H., Chevalier, X., Wehling, P. Autologous conditioned serum. Physical Medicine and Rehabilitation. Clinics of North America. 27 (4), 893-908 (2016).
  33. Coskun, H. S., Yurtbay, A., Say, F. Platelet rich plasma versus autologous conditioned serum in osteoarthritis of the knee: clinical results of a five-year retrospective study. Cureus. 14 (4), e24500(2022).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Cicatrisation des plaies cornéennescollyres au sérumthérapies dérivées du sangplasma riche en plaquettesmaladies de la surface oculaireanalyse des cytokinescentrifugation différentielle
Production de sérum conditionné autologue modifié et évaluation ex vivo de son potentiel de guérison dans l’épithélium cornéen murin
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.