JoVE Journal > Immunology and Infection
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Immunologie et infection

न्यूट्रोफिल के माइटोकॉन्ड्रियल बायोएनर्जेटिक प्रोफाइल का वास्तविक समय माप

Published: June 02, 2023
doi:
10.3791/64971
, ,
1Department of Immunology, School of Medicine,UConn Health, 2Arthritis and Clinical Immunology Program,Oklahoma Medical Research Foundation, 3Department of Microbiology and Immunology,University of Oklahoma Health Science Center

Summary

हम चयापचय बाह्य प्रवाह विश्लेषक का उपयोग करके माउस और मानव न्यूट्रोफिल और एचएल 60 कोशिकाओं के माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन को मापने वाले चरणबद्ध प्रोटोकॉल का वर्णन करते हैं।

Abstract

न्यूट्रोफिल रक्षा की पहली पंक्ति है और मनुष्यों में सबसे प्रचुर मात्रा में ल्यूकोसाइट्स हैं। ये प्रभावक कोशिकाएं फागोसाइटोसिस और ऑक्सीडेटिव विस्फोट जैसे कार्य करती हैं, और माइक्रोबियल निकासी के लिए न्यूट्रोफिल बाह्य कोशिकीय जाल (एनईटी) बनाती हैं। न्यूट्रोफिल की चयापचय गतिविधियों में नई अंतर्दृष्टि प्रारंभिक अवधारणा को चुनौती देती है कि वे मुख्य रूप से ग्लाइकोलाइसिस पर भरोसा करते हैं। चयापचय गतिविधियों का सटीक माप न्यूट्रोफिल की विभिन्न चयापचय आवश्यकताओं को प्रकट कर सकता है, जिसमें ट्राइकारबॉक्सिलिक एसिड (टीसीए) चक्र (जिसे क्रेब्स चक्र के रूप में भी जाना जाता है), ऑक्सीडेटिव फॉस्फोराइलेशन (ओएक्सपीएचओ), पेंटोस फॉस्फेट मार्ग (पीपीपी), और फैटी एसिड ऑक्सीकरण (एफएओ) शारीरिक परिस्थितियों में और रोग अवस्थाओं में शामिल हैं। यह पेपर एक चयापचय बाह्य प्रवाह विश्लेषक पर चयापचय प्रवाह विश्लेषण का उपयोग करते हुए, माउस अस्थि मज्जा-व्युत्पन्न न्यूट्रोफिल, मानव रक्त-व्युत्पन्न न्यूट्रोफिल और न्यूट्रोफिल जैसी एचएल 60 सेल लाइन पर माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन के संकेतक के रूप में ऑक्सीजन खपत दर (ओसीआर) को मापने के लिए एक चरण-दर-चरण प्रोटोकॉल और पूर्वआवश्यकताओं का वर्णन करता है। इस विधि का उपयोग सामान्य और रोग स्थितियों के तहत न्यूट्रोफिल के माइटोकॉन्ड्रियल कार्यों को निर्धारित करने के लिए किया जा सकता है।

Introduction

माइटोकॉन्ड्रिया सेल बायोएनर्जेटिक में एक प्रमुख भूमिका निभाते हैं, जो ऑक्सीडेटिव फॉस्फोराइलेशन (ओएक्सपीओएस) द्वारा एडेनोसिन ट्राइफॉस्फेट (एटीपी) उत्पन्न करता है। इसके अलावा, माइटोकॉन्ड्रिया की भूमिका प्रतिक्रियाशील ऑक्सीजन प्रजातियों, साइटोप्लाज्मिक और माइटोकॉन्ड्रियल मैट्रिक्स कैल्शियम विनियमन, सेलुलर संश्लेषण, अपचय और सेल1 के भीतर मेटाबोलाइट्स के परिवहन के उत्पादन और विषहरण में फैली हुई है। माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन सभी कोशिकाओं में आवश्यक है, क्योंकि उनकी शिथिलता के परिणामस्वरूप चयापचय संबंधी समस्याएंहो सकती हैं2, जिसमें हृदय रोग3 और विभिन्न प्रकार के न्यूरोडीजेनेरेटिव रोग शामिल हैं, जैसे कि उम्र से संबंधित मैकुलर अपघटन4, पार्किंसंस और अल्जाइमर रोग5, और चारकोट-मैरी-टूथ रोग 2 ए (सीएमटी 2 ए)6।

न्यूट्रोफिल पर इलेक्ट्रॉन सूक्ष्म अध्ययन से पता चला है कि अपेक्षाकृत कम माइटोकॉन्ड्रिया7 हैं, और वे अपने ऊर्जा उत्पादन के लिए ग्लाइकोलाइसिस पर बहुत अधिक निर्भर करते हैं क्योंकि माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन दरबहुत कम है। हालांकि, न्यूट्रोफिल कार्यों के लिए माइटोकॉन्ड्रिया महत्वपूर्ण हैं, जैसे कि केमोटैक्सिस9 और एपोप्टोसिस10,11,12। एक पिछले अध्ययन में उच्च झिल्ली क्षमता वाले मानव न्यूट्रोफिल में एक जटिल माइटोकॉन्ड्रियल नेटवर्क का पता चला। माइटोकॉन्ड्रियल झिल्ली संभावित हानि न्यूट्रोफिल एपोप्टोसिस10 का एक प्रारंभिक संकेतक है। माइटोकॉन्ड्रियल अनकपलर कार्बोनिल साइनाइड एम-क्लोरोफिनाइल हाइड्राज़ोन (सीसीसीपी) के साथ उपचार ने माइटोकॉन्ड्रियल आकृति विज्ञान 9,10 में बदलाव के साथ-साथ केमोटैक्सिस में महत्वपूर्ण अवरोध दिखाया।

यद्यपि न्यूट्रोफिल के लिए प्राथमिक ऊर्जा स्रोत ग्लाइकोलाइसिस है, माइटोकॉन्ड्रिया एटीपी प्रदान करता है जो प्यूरीनर्जिक सिग्नलिंग के पहले चरण को ईंधन देकर न्यूट्रोफिल सक्रियण शुरू करता है, जो सीए2 + सिग्नलिंग को बढ़ाता है, माइटोकॉन्ड्रियल एटीपी उत्पादन को बढ़ाता है, और न्यूट्रोफिलकार्यात्मक प्रतिक्रियाओं को शुरू करता है। माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन श्रृंखला की शिथिलता के परिणामस्वरूप विषाक्त प्रतिक्रियाशील ऑक्सीजन प्रजातियों (आरओएस) का अत्यधिक उत्पादन होता है और रोगजनक क्षति14,15,16 की ओर जाता है। एनईटोसिस, जो न्यूट्रोफिल एक्स्ट्रासेल्युलर ट्रैप (एनईटी) बनाने की प्रक्रिया है, न्यूट्रोफिल की एक महत्वपूर्ण संपत्ति है जो उन्हें रोगजनकों17 से लड़ने में मदद करती है और कैंसर, घनास्त्रता और ऑटोइम्यूनविकारों सहित कई रोग स्थितियों में योगदान देती है। माइटोकॉन्ड्रियल-व्युत्पन्न आरओएस एनईटोसिस19 में योगदान देता है, माइटोकॉन्ड्रियल डीएनए एनईटी18 का एक घटक हो सकता है, और परिवर्तित माइटोकॉन्ड्रियल होमियोस्टैसिस एनईटोसिस20,21,22,23,24 को बाधित करता है। इसके अलावा, सामान्य भेदभाव या परिपक्वता के दौरान, न्यूट्रोफिल चयापचय रीप्रोग्रामिंग ग्लाइकोलाइटिक गतिविधि को सीमित करके उलट हो जाती है, और वे माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन में संलग्न होते हैं और इंट्रासेल्युलर लिपिड25,26 जुटाते हैं।

चयापचय बाह्य प्रवाह विश्लेषक लगातार लाइव सेल माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन और ग्लाइकोलाइसिस की निगरानी और मात्रा निर्धारित कर सकता है। विश्लेषक ऑक्सीजन (ओ2) एकाग्रता और पीएच परिवर्तनों को मापने के लिए 96-वेल प्लेट प्रारूप सेंसर कारतूस और दो फ्लोरोफोर का उपयोग करता है। सेंसर कारतूस परख के दौरान सेल मोनोलेयर के ऊपर है और ~ 200 एनएम उच्च माइक्रोचैंबर बनाता है। विश्लेषक में ऑप्टिकल फाइबर बंडलों का उपयोग फ्लोरोफोरेस को उत्तेजित करने और फ्लोरोसेंट तीव्रता परिवर्तनों का पता लगाने के लिए किया जाता है। ओ2 एकाग्रता और पीएच में वास्तविक समय परिवर्तन स्वचालित रूप से गणना की जाती है और ऑक्सीजन खपत दर (ओसीआर) और बाह्य अम्लीकरण दर (ईसीएआर) के रूप में दिखाई जाती है। सेंसर कारतूस पर चार पोर्ट हैं जो परख माप के दौरान प्रत्येक कुएं में चार यौगिकों को लोड करने की अनुमति देते हैं। यह प्रोटोकॉल चयापचय बाह्य प्रवाह विश्लेषक का उपयोग करके माउस और मानव न्यूट्रोफिल के माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन के साथ-साथ न्यूट्रोफिल जैसी एचएल 60 कोशिकाओं को निर्धारित करने पर केंद्रित है।

Protocol

हेलसिंकी की घोषणा के अनुसार यूकॉन हेल्थ के संस्थागत समीक्षा बोर्ड द्वारा अनुमोदित सूचित सहमति प्राप्त करने के बाद स्वस्थ मानव दाताओं से हेपरिनाइज्ड पूरे रक्त के नमूने प्राप्त किए गए थे। सभी पशु प्रय…

Representative Results

प्रतिनिधि ओसीआर गतिशीलता को ऑलिगोमाइसिन, एफसीसीपी, और रोटेनोन / एंटीमाइसिन के जवाब में माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन परिवर्तनों को दर्शाते हुए दिखाया गया है, माउस न्यूट्रोफिल (चित्रा 3 ए), मानव न्य?…

Discussion

मानक प्रक्रिया जो चयापचय बाह्य प्रवाह विश्लेषक का उपयोग करके न्यूट्रोफिल के माइटोकॉन्ड्रियल श्वसन को मापती है, सेल संख्या, कोशिका वृद्धि और व्यवहार्यता सहित कई कारकों द्वारा सीमित है। प्रत्येक यौग?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

हम यूकॉन हेल्थ में इम्यूनोलॉजी विभाग से डॉ एंथनी टी वेला और डॉ फेडेरिका एग्लियानिन को चयापचय बाह्य प्रवाह विश्लेषक का उपयोग करने में उनके प्रशिक्षण के लिए और यूकॉन हेल्थ में इम्यूनोलॉजी विभाग में डॉ लिन पुडिंगटन को उपकरणों के समर्थन के लिए स्वीकार करते हैं। हम इस पांडुलिपि के वैज्ञानिक लेखन और संपादन में मदद के लिए यूकॉन स्कूल ऑफ मेडिसिन से डॉ जिनेवा हारजिस को स्वीकार करते हैं। इस शोध को नेशनल इंस्टीट्यूट ऑफ हेल्थ, नेशनल हार्ट, लंग एंड ब्लड इंस्टीट्यूट (R01HL145454), नेशनल इंस्टीट्यूट ऑफ जनरल मेडिकल साइंसेज (R35GM147713 और P20GM139763), यूकॉन हेल्थ से एक स्टार्टअप फंड और अमेरिकन एसोसिएशन ऑफ इम्यूनोलॉजिस्ट से करियर री-एंट्री फैलोशिप से अनुदान द्वारा समर्थित किया गया था।

Materials

37 °C non-CO2 incubator Precision Economy Model 2EG Instrument
Biorender Software Application
Centrifuge Eppendorf Model 5810R Instrument
Corning Cell-Tak Cell and Tissue Adhesive Corning 102416-100 Reagent
EasySep Magnet STEMCELL 18000 Magnet
EasySepMouse Neutrophil Enrichment kit STEMCELL 19762A Reagents
Graphpad Prism 9 Software Application
Human Serum Albumin Solution (25%) GeminiBio 800-120 Reagents
Ketamine (VetaKet) DAILYMED NDC 59399-114-10 Anesthetic
PBS Cytiva SH30256.01 Reagents
Plate buckets Eppendorf UL155 Accessory
PolymorphPrep PROGEN 1895 (previous 1114683) polysaccharide solution
Purified mouse anti-human CD18 antibody Biolegend 302102 Clone TS1/18
RPMI 1640 Medium Gibco 11-875-093 Reagents
Seahorse metabolic extracellular flux analyzer Agilent XFe96 Instrument
Seahorse XF Cell Mito Stress Test Kit Agilent 103015-100 mitochondrial stress test Kit
Swing-bucket rotor Eppendorf A-4-62 Rotor
Vactrap 2 Vacum Trap Fox Lifesciences 3052101-FLS Instrument
Wave Software Application
XF 1.0 M Glucose Solution Agilent 103577-100 Reagent
XF 100 mM Pyruvate Solution Agilent 103578-100 Reagent
XF 200 mM Glutamine Solution Agilent 103579-100 Reagent
XF DMEM medium Agilent 103575-100 Reagent
XFe96 FluxPak Agilent 102601-100 Material
Xylazine (AnaSed Injection) DAILYMED NDC 59399-110-20 Anesthetic
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References

  1. Demine, S., Renard, P., Arnould, T. Mitochondrial uncoupling: a key controller of biological processes in physiology and diseases. Cells. 8 (8), 795 (2019).
  2. Noguchi, M., Kasahara, A. Mitochondrial dynamics coordinate cell differentiation. Biochemical and Biophysical Research Communications. 500 (1), 59-64 (2018).
  3. Zhu, L., et al. Correlation between mitochondrial dysfunction, cardiovascular diseases, and traditional Chinese medicine. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine. 2020, e2902136 (2020).
  4. Kaarniranta, K., et al. Mechanisms of mitochondrial dysfunction and their impact on age-related macular degeneration. Progress in Retinal and Eye Research. 79, 100858 (2020).
  5. Onyango, I. G., Khan, S. M., Bennett, J. P. Mitochondria in the pathophysiology of Alzheimer’s and Parkinson’s diseases. Frontiers in Bioscience. 22 (5), 854-872 (2017).
  6. Loiseau, D., et al. Mitochondrial coupling defect in Charcot-Marie-Tooth type 2A disease. Annals of Neurology. 61 (4), 315-323 (2007).
  7. Zucker-Franklin, D. Electron microscopic studies of human granulocytes: structural variations related to function. Seminars in Hematology. 5 (2), 109-133 (1968).
  8. Karnovsky, M. L. The metabolism of leukocytes. Seminars in Hematology. 5 (2), 156-165 (1968).
  9. Bao, Y., et al. mTOR and differential activation of mitochondria orchestrate neutrophil chemotaxis. The Journal of Cell Biology. 210 (7), 1153-1164 (2015).
  10. Fossati, G., et al. The mitochondrial network of human neutrophils: role in chemotaxis, phagocytosis, respiratory burst activation, and commitment to apoptosis. Journal of Immunology. 170 (4), 1964-1972 (2003).
  11. Pryde, J. G., Walker, A., Rossi, A. G., Hannah, S., Haslett, C. Temperature-dependent arrest of neutrophil apoptosis. Failure of Bax insertion into mitochondria at 15 degrees C prevents the release of cytochrome c. The Journal of Biological Chemistry. 275 (43), 33574-33584 (2000).
  12. Maianski, N. A., Mul, F. P. J., van Buul, J. D., Roos, D., Kuijpers, T. W. Granulocyte colony-stimulating factor inhibits the mitochondria-dependent activation of caspase-3 in neutrophils. Blood. 99 (2), 672-679 (2002).
  13. Bao, Y., et al. Mitochondria regulate neutrophil activation by generating ATP for autocrine purinergic signaling. The Journal of Biological Chemistry. 289 (39), 26794-26803 (2014).
  14. Chouchani, E. T., et al. Ischaemic accumulation of succinate controls reperfusion injury through mitochondrial ROS. Nature. 515 (7527), 431-435 (2014).
  15. Hayashi, G., Cortopassi, G. Oxidative stress in inherited mitochondrial diseases. Free Radical Biology and Medicine. 88, 10-17 (2015).
  16. Mailloux, R. J. An update on mitochondrial reactive oxygen species production. Antioxidants. 9 (6), 472 (2020).
  17. Abuaita, B. H., et al. The IRE1α stress signaling axis is a key regulator of neutrophil antimicrobial effector function. Journal of Immunology. 207 (1), 210-220 (2021).
  18. Lood, C., et al. Neutrophil extracellular traps enriched in oxidized mitochondrial DNA are interferogenic and contribute to lupus-like disease. Nature Medicine. 22 (2), 146-153 (2016).
  19. Douda, D. N., Khan, M. A., Grasemann, H., Palaniyar, N. SK3 channel and mitochondrial ROS mediate NADPH oxidase-independent NETosis induced by calcium influx. Proceedings of the National Academy of Sciencesa. 112 (9), 2817-2822 (2015).
  20. Monteith, A. J., et al. Altered mitochondrial homeostasis during systemic lupus erythematosus impairs neutrophil extracellular trap formation rendering neutrophils ineffective at combating Staphylococcus aureus. Journal of Immunology. 208 (2), 454-463 (2022).
  21. Monteith, A. J., Miller, J. M., Beavers, W. N., Juttukonda, L. J., Skaar, E. P. Increased dietary manganese impairs neutrophil extracellular trap formation rendering neutrophils ineffective at combating Staphylococcus aureus. Infection and Immunity. 90 (3), 0068521 (2022).
  22. Monteith, A. J., et al. Mitochondrial calcium uniporter affects neutrophil bactericidal activity during Staphylococcus aureus infection. Infection and Immunity. 90 (2), 0055121 (2022).
  23. Cao, Z., et al. Roles of mitochondria in neutrophils. Frontiers in Immunology. 13, 934444 (2022).
  24. Papayannopoulos, V., Metzler, K. D., Hakkim, A., Zychlinsky, A. Neutrophil elastase and myeloperoxidase regulate the formation of neutrophil extracellular traps. The Journal of Cell Biology. 191 (3), 677-691 (2010).
  25. Fan, Z., Ley, K. Developing neutrophils must eat…themselves. Immunity. 47 (3), 393-395 (2017).
  26. Riffelmacher, T., et al. Autophagy-dependent generation of free fatty acids is critical for normal neutrophil differentiation. Immunity. 47 (3), 466-480 (2017).
  27. Amend, S. R., Valkenburg, K. C., Pienta, K. J. Murine hind limb long bone dissection and bone marrow isolation. Journal of Visualized Experiments. (110), e53936 (2016).
  28. Swamydas, M., Isolation Lionakis, M. S. purification and labeling of mouse bone marrow neutrophils for functional studies and adoptive transfer experiments. Journal of Visualized Experiments. (77), e50586 (2013).
  29. Gerner, M. C., et al. Packed red blood cells inhibit T-cell activation via ROS-dependent signaling pathways. The Journal of Biological Chemistry. 296, 100487 (2021).
  30. Zhang, Z. -. W., et al. Red blood cell extrudes nucleus and mitochondria against oxidative stress. IUBMB Life. 63 (7), 560-565 (2011).
  31. Kuhns, D. B., Priel, D. A. L., Chu, J., Zarember, K. A. Isolation and functional analysis of human neutrophils. Current Protocols in Immunology. 111, 1-16 (2015).
  32. Hearne, A., Chen, H., Monarchino, A., Wiseman, J. S. Oligomycin-induced proton uncoupling. Toxicology In Vitro. 67, 104907 (2020).
  33. Plitzko, B., Loesgen, S. Measurement of oxygen consumption rate (OCR) and extracellular acidification rate (ECAR) in culture cells for assessment of the energy metabolism. Bio-Protocol. 8 (10), e2850 (2018).
  34. Nath, S. The molecular mechanism of ATP synthesis by F1F0-ATP synthase: a scrutiny of the major possibilities. Advances in Biochemical Engineering/Biotechnology. 74, 65-98 (2002).
  35. Heinz, S., et al. Mechanistic investigations of the mitochondrial complex I inhibitor rotenone in the context of pharmacological and safety evaluation. Scientific Reports. 7 (1), 45465 (2017).
  36. Hytti, M., et al. Antimycin A-induced mitochondrial damage causes human RPE cell death despite activation of autophagy. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2019, 1583656 (2019).
  37. Malecki, M., Kamrad, S., Ralser, M., Bähler, J. Mitochondrial respiration is required to provide amino acids during fermentative proliferation of fission yeast. EMBO Reports. 21 (11), e50845 (2020).
  38. Divakaruni, A. S., Paradyse, A., Ferrick, D. A., Murphy, A. N., Jastroch, M. Analysis and interpretation of microplate-based oxygen consumption and pH data. Methods in Enzymology. 547, 309-354 (2014).
  39. Marchetti, P., Fovez, Q., Germain, N., Khamari, R., Kluza, J. Mitochondrial spare respiratory capacity: Mechanisms, regulation, and significance in non-transformed and cancer cells. The FASEB Journal. 34 (10), 13106-13124 (2020).
  40. Nicholas, D., et al. Advances in the quantification of mitochondrial function in primary human immune cells through extracellular flux analysis. PLoS One. 12 (2), e0170975 (2017).
  41. Tur, J., et al. Mitofusin 2 in macrophages links mitochondrial ROS production, cytokine release, phagocytosis, autophagy, and bactericidal activity. Cell Reports. 32 (8), 108079 (2020).
  42. Benz, R., McLaughlin, S. The molecular mechanism of action of the proton ionophore FCCP (carbonylcyanide p-trifluoromethoxyphenylhydrazone). Biophysical Journal. 41 (3), 381-398 (1983).
  43. Wettmarshausen, J., Perocchi, F. Assessing calcium-stimulated mitochondrial bioenergetics using the seahorse XF96 analyzer. Methods in Molecular Biology. 1925, 197-222 (2019).
  44. Forkink, M., et al. Mitochondrial hyperpolarization during chronic complex I inhibition is sustained by low activity of complex II, III, IV and V. Biochimica et Biophysica Acta. 1837 (8), 1247-1256 (2014).
  45. . Methods for Reducing Cell Growth Edge Effects in Agilent Seahorse XF Cell Culture Microplates Available from: https://www.agilent.com/cs/library/usermanuals/public/user-manual-methods-for-reducing-cell-growth-edge-effect-cell-analysis-5994-0240en-agilent.pdf (2019)
  46. Lundholt, B. K., Scudder, K. M., Pagliaro, L. A simple technique for reducing edge effect in cell-based assays. Journal of Biomolecular Screening. 8 (5), 566-570 (2003).
  47. Wu, D., Yotnda, P. Induction and testing of hypoxia in cell culture. Journal of Visualized Experiments. (54), e2899 (2011).
  48. Normalisation of Seahorse XFe96 metabolic assaysto cell number with Hoechst stain using well-scan mode on the CLARIOstar Plus. BMG Labtech Available from: https://www.bmglabtech.com/cn/normalisation-of-seahorse-xfe96-metabolic-assays-to-cell-number-with-hoechst-stain/ (2020)
  49. Yetkin-Arik, B., et al. The role of glycolysis and mitochondrial respiration in the formation and functioning of endothelial tip cells during angiogenesis. Scientific Reports. 9 (1), 12608 (2019).
  50. Jastroch, M., Divakaruni, A. S., Mookerjee, S., Treberg, J. R., Brand, M. D. Mitochondrial proton and electron leaks. Essays in Biochemistry. 47, 53-67 (2010).
  51. Jandl, R. C., et al. Termination of the respiratory burst in human neutrophils. The Journal of Clinical Investigation. 61 (5), 1176-1185 (1978).
  52. Azevedo, E. P., et al. A metabolic shift toward pentose phosphate pathway is necessary for amyloid fibril- and phorbol 12-myristate 13-acetate-induced neutrophil extracellular trap (NET) formation. The Journal of Biological Chemistry. 290 (36), 22174-22183 (2015).
  53. Six, E., et al. AK2 deficiency compromises the mitochondrial energy metabolism required for differentiation of human neutrophil and lymphoid lineages. Cell Death & Disease. 6 (8), e1856 (2015).
  54. Kumar, S., Dikshit, M. Metabolic insight of neutrophils in health and disease. Frontiers in Immunology. 10, 2099 (2019).
  55. Rodríguez-Espinosa, O., Rojas-Espinosa, O., Moreno-Altamirano, M. M. B., López-Villegas, E. O., Sánchez-García, F. J. Metabolic requirements for neutrophil extracellular traps formation. Immunology. 145 (2), 213-224 (2015).
  56. Invernizzi, F., et al. Microscale oxygraphy reveals OXPHOS impairment in MRC mutant cells. Mitochondrion. 12 (2), 328-335 (2012).
  57. Zenaro, E., et al. Neutrophils promote Alzheimer’s disease-like pathology and cognitive decline via LFA-1 integrin. Nature Medicine. 21 (8), 880-886 (2015).
  58. Maianski, N. A., et al. Functional characterization of mitochondria in neutrophils: a role restricted to apoptosis. Cell Death and Differentiation. 11 (2), 143-153 (2004).
  59. Bergman, O., Ben-Shachar, D. Mitochondrial oxidative phosphorylation system (OXPHOS) deficits in schizophrenia. Canadian Journal of Psychiatry. 61 (8), 457-469 (2016).
  60. Zhou, W., Qu, J., Xie, S., Sun, Y., Yao, H. Mitochondrial dysfunction in chronic respiratory diseases: implications for the pathogenesis and potential therapeutics. Oxidative Medicine and Cellular Longevity. 2021, 5188306 (2021).
  61. Hirano, M., Emmanuele, V., Quinzii, C. M. Emerging therapies for mitochondrial diseases. Essays in Biochemistry. 62 (3), 467-481 (2018).

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Keywords: Mitochondrial RespirationNeutrophilsHL60 CellsMetabolic Extracellular Flux AnalyzerMitochondrial FunctionCell Seeding DensityAssay MediumMouse NeutrophilsHuman NeutrophilsDifferentiated HL60 CellsUndifferentiated HL60 CellsBackground Correction
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Citer Cet Article
Pulikkot, S., Zhao, M., Fan, Z. Real-Time Measurement of the Mitochondrial Bioenergetic Profile of Neutrophils. J. Vis. Exp. (196), e64971, doi:10.3791/64971 (2023).
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