Summary

बायोइंजीनियरिंग के लिए ऑन-चिप ऑक्टानोल-असिस्टेड लिपोसोम असेंबली

Published: March 17, 2023
doi:

Summary

वर्तमान प्रोटोकॉल में ऑक्टानॉल-असिस्टेड लिपोसोम असेंबली (ओएलए) का वर्णन किया गया है, जो बायोकम्पैटिबल लिपोसोम उत्पन्न करने के लिए एक माइक्रोफ्लुइडिक तकनीक है। ओला कुशल एनकैप्सुलेशन के साथ मोनोस्प्रेड, माइक्रोन-आकार के लिपोसोम का उत्पादन करता है, जिससे तत्काल ऑन-चिप प्रयोग की अनुमति मिलती है। यह प्रोटोकॉल सिंथेटिक जीव विज्ञान और सिंथेटिक सेल अनुसंधान के लिए विशेष रूप से उपयुक्त होने की उम्मीद है।

Abstract

माइक्रोफ्लुइडिक्स एक नियंत्रित और उच्च-थ्रूपुट तरीके से विभिन्न प्रकार की बूंदों और पुटिकाओं को उत्पन्न करने के लिए एक व्यापक रूप से उपयोग किया जाने वाला उपकरण है। लिपोसोम ्स एक लिपिड बाइलेयर से घिरे एक जलीय इंटीरियर से बने सरल सेलुलर मिमिक्स हैं; वे सिंथेटिक कोशिकाओं को डिजाइन करने और इन विट्रो फैशन में जैविक कोशिकाओं के मूल सिद्धांतों को समझने में मूल्यवान हैं और चिकित्सीय अनुप्रयोगों के लिए कार्गो डिलीवरी जैसे लागू विज्ञान के लिए महत्वपूर्ण हैं। यह लेख एक ऑन-चिप माइक्रोफ्लुइडिक तकनीक, ऑक्टानोल-असिस्टेड लिपोसोम असेंबली (ओएलए) के लिए एक विस्तृत कार्य प्रोटोकॉल का वर्णन करता है, जो मोनोस्प्रेड, माइक्रोन-आकार, बायोकंपैटिबल लिपोसोम का उत्पादन करता है। ओला बबल ब्लोइंग के समान कार्य करता है, जहां एक आंतरिक जलीय (आईए) चरण और आसपास के लिपिड-ले जाने वाले 1-ऑक्टानॉल चरण को सर्फेक्टेंट युक्त बाहरी द्रव धाराओं द्वारा काट दिया जाता है। यह आसानी से उभरे हुए ऑक्टानॉल जेब के साथ डबल-इमल्शन बूंदें उत्पन्न करता है। जैसे ही लिपिड बाइलेयर ड्रॉपलेट इंटरफ़ेस पर इकट्ठा होता है, जेब अनायास एक यूनिलामेलर लिपोसोम को जन्म देने के लिए अलग हो जाती है जो आगे के हेरफेर और प्रयोग के लिए तैयार है। ओला कई फायदे प्रदान करता है, जैसे कि स्थिर लिपोसोम पीढ़ी (>10 हर्ट्ज), बायोमैटेरियल्स का कुशल एनकैप्सुलेशन, और मोनोस्प्रेटेड लिपोसोम आबादी, और बहुत छोटे नमूना वॉल्यूम (~ 50 μL) की आवश्यकता होती है, जो कीमती जैविकों के साथ काम करते समय महत्वपूर्ण हो सकता है। अध्ययन में माइक्रोफैब्रिकेशन, सॉफ्ट-लिथोग्राफी और सरफेस निष्क्रिय पर विवरण शामिल हैं, जो प्रयोगशाला में ओला प्रौद्योगिकी स्थापित करने के लिए आवश्यक हैं। ट्रांसमेम्ब्रेन प्रोटॉन फ्लक्स के माध्यम से लिपोसोम के अंदर बायोमोलेक्यूलर कंडेनसेट के गठन को प्रेरित करके एक प्रूफ-ऑफ-प्रिंसिपल सिंथेटिक बायोलॉजी एप्लिकेशन भी दिखाया गया है। यह अनुमान लगाया गया है कि यह वीडियो प्रोटोकॉल पाठकों को अपनी प्रयोगशालाओं में ओला स्थापित करने और समस्या निवारण करने की सुविधा प्रदान करेगा।

Introduction

सभी कोशिकाओं में उनकी भौतिक सीमा के रूप में एक प्लाज्मा झिल्ली होती है, और यह झिल्ली अनिवार्य रूप से एम्फीफिलिक लिपिड अणुओं के स्व-संयोजन द्वारा गठित लिपिड बाइलेयर के रूप में एक मचान होती है। लिपोसोम जैविक कोशिकाओं के न्यूनतम सिंथेटिक समकक्ष हैं; उनके पास फॉस्फोलिपिड्स से घिरा एक जलीय लुमेन होता है, जो जलीय चरण का सामना करने वाले हाइड्रोफिलिक सिर समूहों और हाइड्रोफोबिक पूंछ के साथ एक लिपिड बाइलेयर बनाता है। लिपोसोम की स्थिरता हाइड्रोफोबिक प्रभाव के साथ-साथ ध्रुवीय समूहों के बीच हाइड्रोफिलिसिटी, हाइड्रोफोबिक कार्बन पूंछ के बीच वैन डेर वाल्स बलों और पानी के अणुओं और हाइड्रोफिलिक हेड्स 1,2 के बीच हाइड्रोजन बॉन्डिंग द्वारा नियंत्रित होती है। लिपिड बाइलेयर की संख्या के आधार पर, लिपोसोम को दो मुख्य श्रेणियों में वर्गीकृत किया जा सकता है, अर्थात्, यूनिलामेलर पुटिकाओं में एक एकल बाईलेयर और मल्टीलैमेलर पुटिकाएं शामिल होती हैं जो कई बाइलेयर से निर्मित होती हैं। यूनिलामेलर पुटिकाओं को उनके आकार के आधार पर आगे वर्गीकृत किया जाता है। आमतौर पर आकार में गोलाकार, उन्हें विभिन्न आकारों में उत्पादित किया जा सकता है, जिसमें छोटे यूनिलामेलर पुटिकाएं (एसयूवी, 30-100 एनएम व्यास), बड़े यूनिलामेलर पुटिकाएं (एलयूवी, 100-1,000 एनएम व्यास), और अंत में, विशाल यूनिलामेलर पुटिकाएं (जीयूवी, >1,000 एनएम व्यास) 3,4 शामिल हैं। लिपोसोम का उत्पादन करने के लिए विभिन्न तकनीकों को विकसित किया गया है, और इन्हें मोटे तौर पर थोक तकनीक5 और माइक्रोफ्लुइडिक तकनीक6 में वर्गीकृत किया जा सकता है। आमतौर पर प्रचलित थोक तकनीकों में लिपिड फिल्म पुनर्जलीकरण, इलेक्ट्रोफॉर्मेशन, उल्टे इमल्शन ट्रांसफर और एक्सट्रूज़न 7,8,9,10 शामिल हैं। ये तकनीकें अपेक्षाकृत सरल और प्रभावी हैं, और ये सिंथेटिक जीव विज्ञान समुदाय में उनके व्यापक उपयोग के प्रमुख कारण हैं। हालांकि, एक ही समय में, वे आकार में पॉलीडिस्पर्सिटी, लैमेलारिटी पर नियंत्रण की कमी और कम एनकैप्सुलेशन दक्षता 7,11 के संबंध में प्रमुख कमियों से पीड़ित हैं। निरंतर ड्रॉपलेट इंटरफेस क्रॉसिंग एनकैप्सुलेशन (सीडीआईसीई) 12 और ड्रॉपलेट शूटिंग और आकार निस्पंदन (डीएसएसएफ) 13 जैसी तकनीकें कुछ हद तक इन सीमाओं को दूर करती हैं।

माइक्रोफ्लुइडिक दृष्टिकोण पिछले दशक में प्रमुखता से बढ़ रहे हैं। माइक्रोफ्लुइडिक तकनीक विशिष्ट लामिनर प्रवाह और प्रसार-प्रभुत्व वाले द्रव्यमान हस्तांतरण के कारण उपयोगकर्ता-परिभाषित माइक्रोचैनल्स के भीतर द्रव प्रवाह में हेरफेर करने के लिए एक नियंत्रणीय वातावरण प्रदान करती है। परिणामी लैब-ऑन-ए-चिप डिवाइस अणुओं के स्थानिक नियंत्रण के लिए अद्वितीय संभावनाएं प्रदान करते हैं, जिसमें नमूना मात्रा और मल्टीप्लेक्सिंगक्षमताओं में काफी कमी आती है। लिपोसोम बनाने के लिए कई माइक्रोफ्लुइडिक तरीके विकसित किए गए हैं, जिनमें स्पंदित जेटिंग 15, डबल इमल्शन टेमप्लेटिंग 16, क्षणिक झिल्ली इजेक्शन17, ड्रॉपलेट इमल्शन ट्रांसफर 18 और हाइड्रोडायनामिक फोकसिंग 19 शामिल हैं। ये तकनीकें उच्च एनकैप्सुलेशन दक्षता और उच्च थ्रूपुट के साथ मोनोस्प्रेड, यूनिलामेलर, सेल के आकार के लिपोसोम का उत्पादन करती हैं।

यह लेख ऑक्टानोल-असिस्टेड लिपोसोम असेंबली (ओएलए) के लिए प्रक्रिया का विवरण देता है, जो हाइड्रोडायनामिक पिंच-ऑफ और बाद में विलायक डीवेटिंग तंत्र20 (चित्रा 1) पर आधारित एक ऑन-चिप माइक्रोफ्लुइडिक विधि है। कोई भी ओला के कामकाज को बुलबुला उड़ाने की प्रक्रिया से जोड़ सकता है। एक छह-तरफा जंक्शन एक ही स्थान पर आंतरिक जलीय (आईए) चरण, दो लिपिड-ले जाने वाले कार्बनिक (एलओ) धाराओं और दो सर्फेक्टेंट-युक्त बाहरी जलीय (ओए) धाराओं को केंद्रित करता है। इसके परिणामस्वरूप पानी में (लिपिड + ऑक्टानॉल)-इन-वाटर डबल इमल्शन बूंदें होती हैं। चूंकि ये बूंदें नीचे की ओर बहती हैं, इंटरफेशियल ऊर्जा न्यूनीकरण, बाहरी कतरनी प्रवाह और चैनल की दीवारों के साथ बातचीत से इंटरफ़ेस पर एक लिपिड बाइलेयर का निर्माण होता है क्योंकि विलायक जेब अलग हो जाती है, इस प्रकार यूनिलामेलर लिपोसोम ्स बनते हैं। ऑक्टानोल जेब के आकार के आधार पर, डीवेटिंग प्रक्रिया में दसियों सेकंड से कुछ मिनट लग सकते हैं। निकास चैनल के अंत में, कम घनी ऑक्टानॉल बूंदें सतह पर तैरती हैं, जबकि भारी लिपोसोम (एक सघन एनकैप्सुलेटेड समाधान के कारण) प्रयोग के लिए तैयार विज़ुअलाइज़ेशन कक्ष के तल पर डूब जाते हैं। एक प्रतिनिधि प्रयोग के रूप में, लिपोसोम के अंदर तरल-तरल चरण पृथक्करण (एलएलपीएस) की प्रक्रिया का प्रदर्शन किया जाता है। इसके लिए, आवश्यक घटकों को एक अम्लीय पीएच पर लिपोसोम के अंदर समझाया जाता है जो एलएलपीएस को रोकता है। बाहरी रूप से पीएच परिवर्तन को ट्रिगर करके और इस प्रकार, एक ट्रांसमेम्ब्रेन प्रोटॉन फ्लक्स, लिपोसोम के अंदर चरण-अलग कंडेनसेट बूंदें बनती हैं। यह ओला प्रणाली की प्रभावी एनकैप्सुलेशन और हेरफेर क्षमताओं पर प्रकाश डालता है।

Protocol

1. मास्टर वेफर का निर्माण 4 इंच (10 सेमी) व्यास स्वच्छ सिलिकॉन वेफर लें ( सामग्री की तालिका देखें)। किसी भी धूल के कणों को हटाने के लिए दबाव वाली हवा का उपयोग करके इसे और साफ करें। वेफर को स…

Representative Results

यह अध्ययन एक प्रतिनिधि प्रयोग के रूप में लिपोसोम के अंदर तरल-तरल चरण पृथक्करण (एलएलपीएस) की प्रक्रिया के माध्यम से झिल्ली रहित कंडेनसेट के गठन को प्रदर्शित करता है। नमूना तैयार करना</stro…

Discussion

सेलुलर जटिलता एक पूरे के रूप में अध्ययन किए जाने पर जीवित कोशिकाओं को समझना बेहद मुश्किल बनाती है। विट्रो में प्रमुख घटकों को पुनर्गठित करके कोशिकाओं के अतिरेक और इंटरकनेक्टिविटी को कम करना जैविक प्?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

हम हमें वाईएफपी प्रदान करने के लिए डॉल्फ वीजर्स, वेरा गोरेलोवा और मार्क रूसजेन को धन्यवाद देना चाहते हैं। एसडी डच रिसर्च काउंसिल (अनुदान संख्या: OCENW) से वित्तीय सहायता स्वीकार करता है। क्लेन.465)।

Materials

1-Octanol Sigma-Aldrich No. 297887
1.5 mL tubes Fisher scientific 10451043 Eppendorf 3810X Polypropylene microcentrifuge tubes
ATP Sigma-Aldrich No. A2383
Biopsy punch Darwin microfluidics PT-T983-05 0.5 mm and 3 mm diameter
Citrate-base Sigma-Aldrich No. 71405
Dextran Sigma-Aldrich No. 31388 Mr~6,000
Direct-write optical lithography machine Durham Magneto Optics Ltd MicroWriter ML3 Baby setup and software
DOPC lipid Avanti SKU:850375C
F68 Sigma-Aldrich No. 24040032
Glass cover slip Corning #1, 24 x 40 mm
Glycerol Sigma-Aldrich No. G2025
Hydrochloric acid Thermo Scientific Acros No. 124630010
Liss Rhod PE lipid Avanti SKU:810150C
Parafilm Sigma-Aldrich No. P7793
Photoresist Micro resist technology GmbH EpoCore 10
Photoresist developer micro resist technology GmbH mr-Dev 600
Plasma cleaner Harrick plasma PDC-32G
Polydimethylsiloxane Dow Sylgard 184 PDMS and curing agent
Poly-L-lysine Sigma-Aldrich No. P7890
Poly-L-lysine–FITC Labeled Sigma-Aldrich No. P3543
Polyvinyl alcohol Sigma-Aldrich no. P8136 molecular weight 30,000–70,000, 87%–90% hydrolyzed
Pressure controller Elveflow  OBK1 Mk3+ Flow controller
Scotch tape Magic Tape Invisible Matt Tape
Silicon wafer Silicon Materials 0620R16002
Spin coater  Laurell Technologies Corporation Model WS-650MZ-23NPP
Stainless Steel 90° Bent PDMS Couplers Darwin microfluidics PN-BEN-23G
Tris-base Sigma-Aldrich No. 252859
Tygon tubing Darwin microfluidics 1/16" OD x 0.02" ID
UV laser  365 nm wavelength

References

  1. Frezard, F. Liposomes: From biophysics to the design of peptide vaccines. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 32 (2), 181-189 (1999).
  2. Monteiro, N., Martins, A., Reis, R. L., Neves, N. M. Liposomes in tissue engineering and regenerative medicine. Journal of the Royal Society Interface. 11 (101), 20140459 (2014).
  3. Mishra, H., Chauhan, V., Kumar, K., Teotia, D. A comprehensive review on liposomes: A novel drug delivery system. Journal of Drug Delivery and Therapeutics. 8 (6), 400-404 (2018).
  4. Liu, W., et al. Research progress on liposomes: Application in food, digestion behavior and absorption mechanism. Trends in Food Science & Technology. 104, 177-189 (2020).
  5. Kamiya, K., Takeuchi, S. Giant liposome formation toward the synthesis of well-defined artificial cells. Journal of Materials Chemistry B. 5 (30), 5911-5923 (2017).
  6. van Swaay, D., DeMello, A. Microfluidic methods for forming liposomes. Lab on a Chip. 13 (5), 752-767 (2013).
  7. Lombardo, D., Kiselev, M. A. Methods of liposomes preparation: Formation and control factors of versatile nanocarriers for biomedical and nanomedicine application. Pharmaceutics. 14 (3), 543 (2022).
  8. Zhang, H., D’Souza, G. G. M. Thin-film hydration followed by extrusion method for liposome preparation. Liposomes: Methods and Protocols. , 17-22 (2017).
  9. Filipczak, N., Pan, J., Yalamarty, S. S. K., Torchilin, V. P. Recent advancements in liposome technology. Advanced Drug Delivery Reviews. 156, 4-22 (2020).
  10. Has, C., Sunthar, P. A comprehensive review on recent preparation techniques of liposomes. Journal of Liposome Research. 30 (4), 336-365 (2020).
  11. Large, D. E., Abdelmessih, R. G., Fink, E. A., Auguste, D. T. Liposome composition in drug delivery design, synthesis, characterization, and clinical application. Advanced Drug Delivery Reviews. 176, 113851 (2021).
  12. Abkarian, M., Loiseau, E., Massiera, G. Continuous droplet interface crossing encapsulation (cDICE) for high throughput monodisperse vesicle design. Soft Matter. 7 (10), 4610-4614 (2011).
  13. Morita, M., et al. Droplet-shooting and size-filtration (DSSF) method for synthesis of cell-sized liposomes with controlled lipid compositions. ChemBioChem. 16 (14), 2029-2035 (2015).
  14. Convery, N., Gadegaard, N. 30 years of microfluidics. Micro and Nano Engineering. 2, 76-91 (2019).
  15. Stachowiak, J. C., et al. Unilamellar vesicle formation and encapsulation by microfluidic jetting. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (12), 4697-4702 (2008).
  16. Chu, L. Y., Utada, A. S., Shah, R. K., Kim, J. W., Weitz, D. A. Controllable monodisperse multiple emulsions. Angewandte Chemie. 119 (47), 9128-9132 (2007).
  17. Pautot, S., Frisken, B. J., Weitz, D. Engineering asymmetric vesicles. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (19), 10718-10721 (2003).
  18. Ota, S., Yoshizawa, S., Takeuchi, S. Microfluidic formation of monodisperse, cell-sized, and unilamellar vesicles. Angewandte Chemie International Edition. 48 (35), 6533-6537 (2009).
  19. Carugo, D., Bottaro, E., Owen, J., Stride, E., Nastruzzi, C. Liposome production by microfluidics: Potential and limiting factors. Scientific Reports. 6, 25876 (2016).
  20. Deshpande, S., Dekker, C. On-chip microfluidic production of cell-sized liposomes. Nature Protocols. 13 (5), 856-874 (2018).
  21. Last, M. G., Deshpande, S., Dekker, C. pH-controlled coacervate-membrane interactions within liposomes. ACS Nano. 14 (4), 4487-4498 (2020).
  22. Jia, H., Schwille, P. Bottom-up synthetic biology: reconstitution in space and time. Current Opinion in Biotechnology. 60, 179-187 (2019).
  23. Ganar, K. A., Leijten, L., Deshpande, S. Actinosomes: Condensate-Templated Containers for Engineering Synthetic Cells. ACE Synthetic Biology. 11 (8), 2869-2879 (2022).
  24. Gaut, N. T., Adamala, K. P. Reconstituting Natural Cell Elements in Synthetic Cells. Advanced Biology. 5 (3), 2000188 (2021).
  25. Ganar, K. A., Honaker, L. W., Deshpande, S. Shaping synthetic cells through cytoskeleton-condensate-membrane interactions. Current Opinion in Colloid & Interface Science. 54, 101459 (2021).
  26. Bashirzadeh, Y., Liu, A. P. Encapsulation of the cytoskeleton: Towards mimicking the mechanics of a cell. Soft Matter. 15 (42), 8425-8436 (2019).
  27. Deshpande, S., et al. Spatiotemporal control of coacervate formation within liposomes. Nature Communications. 10, 1800 (2019).
  28. Love, C., et al. Reversible pH-responsive coacervate formation in lipid vesicles activates dormant enzymatic reactions. Angewandte Chemie. 132 (15), 6006-6013 (2020).
  29. Lu, T., et al. Endocytosis of coacervates into liposomes. Journal of the American Chemical Society. 144 (30), 13451-13455 (2022).
  30. Van de Cauter, L., et al. Optimized cDICE for efficient reconstitution of biological systems in giant unilamellar vesicles. ACS Synthetic Biology. 10 (7), 1690-1702 (2021).
  31. Blanken, D., Foschepoth, D., Serrão, A. C., Danelon, C. Genetically controlled membrane synthesis in liposomes. Nature Communications. 11, 4317 (2020).
  32. Bouzetos, E., Ganar, K. A., Mastrobattista, E., Deshpande, S., vander Oost, J. (R) evolution-on-a-chip. Trends in Biotechnology. 40 (1), 60-76 (2022).
  33. Kamalinia, G., Grindel, B. J., Takahashi, T. T., Millward, S. W., Roberts, R. W. Directing evolution of novel ligands by mRNA display. Chemical Society Reviews. 50 (16), 9055-9103 (2021).
  34. Godino, E., et al. De novo synthesized Min proteins drive oscillatory liposome deformation and regulate FtsA-FtsZ cytoskeletal patterns. Nature Communications. 10, 4969 (2019).
  35. Tenchov, R., Bird, R., Curtze, A. E., Zhou, Q. Lipid nanoparticles─From liposomes to mRNA vaccine delivery, a landscape of research diversity and advancement. ACS Nano. 15 (11), 16982-17015 (2021).
  36. Deshpande, S., Caspi, Y., Meijering, A. E., Dekker, C. Octanol-assisted liposome assembly on chip. Nature Communications. 7, 10447 (2016).
  37. Schaich, M., et al. An integrated microfluidic platform for quantifying drug permeation across biomimetic vesicle membranes. Molecular Pharmaceutics. 16 (6), 2494-2501 (2019).
  38. Schaich, M., Sobota, D., Sleath, H., Cama, J., Keyser, U. F. Characterization of lipid composition and diffusivity in OLA generated vesicles. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Biomembranes. 1862 (9), 183359 (2020).
  39. Deshpande, S., Spoelstra, W. K., Van Doorn, M., Kerssemakers, J., Dekker, C. Mechanical division of cell-sized liposomes. ACS Nano. 12 (3), 2560-2568 (2018).
  40. Jusková, P., et al. 34;Basicles": Microbial growth and production monitoring in giant lipid vesicles. ACS Applied Materials & Interfaces. 11 (38), 34698-34706 (2019).
  41. Fletcher, M., et al. DNA-based optical quantification of ion transport across giant vesicles. ACS Nano. 16 (10), 17128-17138 (2022).
  42. Vaezi, Z., et al. Investigation of the programmed cell death by encapsulated cytoskeleton drug liposomes using a microfluidic platform. Microfluidics and Nanofluidics. 24 (7), 48 (2020).
  43. Al Nahas, K., et al. A microfluidic platform for the characterisation of membrane active antimicrobials. Lab on a Chip. 19 (5), 837-844 (2019).
  44. Bao, P., et al. Production of giant unilamellar vesicles and encapsulation of lyotropic nematic liquid crystals. Soft Matter. 17 (8), 2234-2241 (2021).
  45. Yandrapalli, N., Petit, J., Bäumchen, O., Robinson, T. Surfactant-free production of biomimetic giant unilamellar vesicles using PDMS-based microfluidics. Communications Chemistry. 4, 100 (2021).
  46. Cama, J., et al. An ultrasensitive microfluidic approach reveals correlations between the physico-chemical and biological activity of experimental peptide antibiotics. Scientific Reports. 12, 4005 (2022).
  47. Guerzoni, L. P., et al. High macromolecular crowding in liposomes from microfluidics. Advanced Science. 9 (27), 2201169 (2022).
  48. Gonzales, D. T., Yandrapalli, N., Robinson, T., Zechner, C., Tang, T. D. Cell-free gene expression dynamics in synthetic cell populations. ACS Synthetic Biology. 11 (1), 205-215 (2022).
  49. Ushiyama, R., Koiwai, K., Suzuki, H. Plug-and-play microfluidic production of monodisperse giant unilamellar vesicles using droplet transfer across water-oil interface. Sensors and Actuators B: Chemical. 355, 131281 (2022).
  50. Banlaki, I., Lehr, F. -. X., Niederholtmeyer, H., Karim, A. S., Jewett, M. C. Microfluidic production of porous polymer cell-mimics capable of gene expression. Cell-Free Gene Expression. , 237-255 (2022).
check_url/fr/65032?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Chen, C., Ganar, K. A., Deshpande, S. On-Chip Octanol-Assisted Liposome Assembly for Bioengineering. J. Vis. Exp. (193), e65032, doi:10.3791/65032 (2023).

View Video