Summary

Instilación intratraqueal no invasiva de lipopolisacáridos en ratones

Published: March 31, 2023
doi:

Summary

Aquí, proponemos un protocolo para la administración de lipopolisacáridos intratraqueales (LPS) a través de la intubación endotraqueal orofaríngea no invasiva. Este método minimiza el trauma del procedimiento quirúrgico para el animal y administra LPS con precisión a la tráquea y luego a los pulmones.

Abstract

El modelo de ratón de lesión pulmonar aguda (ALI) inducido por lipopolisacárido (LPS) o endotoxina sigue siendo uno de los modelos más utilizados en estudios con animales de lesión pulmonar aguda o inflamación aguda. Los métodos actuales más utilizados en modelos de ratón con lesión pulmonar aguda son una inyección intraperitoneal de LPS y una traqueostomía para la infusión traqueal de LPS. Sin embargo, el primer método carece de orientación pulmonar y daña otros órganos, y el segundo método induce trauma operatorio, riesgo de infección y una baja tasa de supervivencia. Aquí, recomendamos un método no invasivo de intubación endotraqueal orofaríngea para la instilación de LPS en ratones. En este método, el LPS se introduce de forma no invasiva en la tráquea a través de la cavidad orofaríngea para ser instilado en el pulmón con la ayuda de un aparato para la intubación endotraqueal. Este método no solo asegura la orientación pulmonar, sino que también evita el daño y el riesgo de muerte en los animales. Esperamos que este enfoque se utilice ampliamente en el campo de la lesión pulmonar aguda.

Introduction

La lesión pulmonar aguda (LPA) es un síndrome clínico común. Bajo una variedad de factores patógenos, la ruptura de la barrera fisiológica de las células epiteliales pulmonares y las células endoteliales vasculares conduce a un aumento de la permeabilidad alveolar, causando así disminución de la distensibilidad pulmonar, edema pulmonar e hipoxemia grave1. El síndrome de dificultad respiratoria aguda (SDRA) es la forma más grave de LPA. La inflamación incontrolada y el daño por estrés oxidativo se consideran las principales causas de ALI y el SDRA más grave2. Cuando las células epiteliales alveolares se lesionan directamente debido a un traumatismo, se activa la cadena de respuesta inflamatoria de los macrófagos alveolares, lo que lleva a la inflamación en el pulmón3. A nivel mundial, hay más de 3 millones de pacientes con SDRA agudo por año, y representan aproximadamente el 10% de los ingresos en la unidad de cuidados intensivos; Además, la tasa de mortalidad en casos graves es tan alta como 46%4,5,6. Por lo tanto, existe la necesidad de establecer un modelo animal adecuado de ALI para estudiar su patogénesis. El ratón es el animal experimental más utilizado en el estudio de la ALI, ya que su tracto respiratorio puede simular bien el tracto respiratorio humano para estudios de ALI. Además, ALI se manifiesta como infiltración masiva de células inflamatorias, aumento de la permeabilidad vascular pulmonar y edema pulmonar. Los cambios en las citocinas inflamatorias en suero y la relación pulmón peso seco-húmedo reflejan el grado de ALI7.

En la actualidad, los principales métodos para modelar la ALI inducida por LPS en ratones incluyen la intubación traqueal intranasal y quirúrgica 8,9. Aquí, proponemos un nuevo método para administrar LPS en la tráquea a través de la intubación orofaríngea no invasiva. Este método utiliza un intubador iluminado para encontrar la tráquea del ratón y luego administra LPS en la tráquea y el pulmón. Este método administra LPS a los pulmones con mayor precisión que el método de administración intranasal. En comparación con la intubación traqueal quirúrgica, este método no requiere cirugía, evita causar heridas y reduce el dolor en ratones10. Por lo tanto, este método se puede utilizar para establecer un modelo de ratón más convincente de ALI.

Protocol

El protocolo de experimentación con animales fue revisado y aprobado por el Comité de Gestión de la Universidad de Medicina Tradicional China de Chengdu (Registro No. 2021-11). Para el presente estudio se utilizaron ratones machos C57/BL (20-25 g, 6-8 semanas de edad). Los ratones se mantuvieron en una cámara de animales y fueron libres de beber y comer durante el experimento. 1. Preparación Asegúrese de que la plataforma de intubación consista en una base, un…

Representative Results

El método propuesto para la instilación de LPS en ratones se verificó evaluando la expresión de la citoquina inflamatoria TNF-α y la relación de peso seco-húmedo del pulmón 12 h después de la instilación de LPS. Hubo cuatro grupos en el experimento: control en blanco (sin ningún tratamiento), intubación quirúrgica16, intranasal17,18 e intubación orofaríngea no invasiva (n = 6). En comparació…

Discussion

Inicialmente, miramos dentro de la cavidad oral para encontrar la ubicación de la tráquea19. Sin embargo, durante este proceso, descubrimos que la tráquea de los ratones C57 / BL es estrecha, lo que dificulta encontrar la ubicación correcta por este método sin la ayuda de equipos como un endoscopio20. Tras una exploración adicional, descubrimos que la luz de la lámpara del intubador podría penetrar en la superficie del cuerpo, lo que permite al operador determinar l…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por la Fundación Nacional de Ciencias Naturales de China (No.: 81903902), la Fundación de Ciencias Postdoctorales de China (No.: 2019M663457), el Programa de Ciencia y Tecnología de Sichuan (No.: 2020YJ0172) y el Proyecto de Premoción de Investigación Académica Xinglin de la Universidad de Chengdu de TCM (No.: QJRC2022053).

Materials

Lipopolysaccharide MERK L4130 LPS
Microliter Syringes SHANGHAI GAOGE INDUSTRY AND TRADE CO., LTD 10028505008124 To deliver LPS
Mouse cannula RWD Life Science 803-03008-00 Mouse cannula
Mouse intubation kit RWD Life Science 903-03027-00 Including a base, a riser, a intubator, a surgical forceps and some strings
Pasteur pipette Biosharp life science BS-XG-03 To verify the success of intubation
Pentobarbital sodium Beijing Chemical Co., China 20220918 To anesthetize mice

References

  1. Xia, Y., et al. Protective effect of human amnion epithelial cells through endotracheal instillation against lipopolysaccharide-induced acute lung injury in mice. Xi Bao Yu Fen Zi Mian Yi Xue Za Zhi. 33 (1), 7-11 (2017).
  2. Butt, Y., Kurdowska, A., Allen, T. C. Acute lung injury: A clinical and molecular review. Archives of Pathology and Lab Medicine. 140 (4), 345-350 (2016).
  3. Ware, L. B., Matthay, M. A. The acute respiratory distress syndrome. The New England Journal of Medicine. 342 (18), 1334-1349 (2000).
  4. Fan, E., Brodie, D., Slutsky, A. S. Acute respiratory distress syndrome: Advances in diagnosis and treatment. JAMA. 319 (7), 698-710 (2018).
  5. Meyer, N. J., Gattinoni, L., Calfee, C. S. Acute respiratory distress syndrome. Lancet. 398 (10300), 622-637 (2021).
  6. An, N., Yang, T., Zhang, X. X., Xu, M. X. Bergamottin alleviates LPS-induced acute lung injury by inducing SIRT1 and suppressing NF-κB. Innate Immunity. 27 (7-8), 543-552 (2021).
  7. Liu, L., et al. Comparative study of trans-oral and trans-tracheal intratracheal instillations in a murine model of acute lung injury. The Anatomical Record. 295 (9), 1513-1519 (2012).
  8. Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary artery ligation and intramyocardial injection in a murine model of infarction. Journal of Visualized Experiments. (52), e2581 (2011).
  9. Li, J., et al. Panaxydol attenuates ferroptosis against LPS-induced acute lung injury in mice by Keap1-Nrf2/HO-1 pathway. Journal of Translational Medicine. 19 (1), 96 (2021).
  10. Zhou, Y., et al. Soluble epoxide hydrolase inhibitor attenuates lipopolysaccharide-induced acute lung injury and improves survival in mice. Shock. 47 (5), 638-645 (2017).
  11. Nosaka, N., et al. Optimal tube length of orotracheal intubation for mice. Laboratory Animals. 53 (1), 79-83 (2019).
  12. Cicero, L., Fazzotta, S., Palumbo, V. D., Cassata, G., Lo Monte, A. I. Anaesthesia protocols in laboratory animals used for scientific purposes. Acta Bio-Medica: Atenei Parmensis. 89 (3), 337-342 (2018).
  13. Ehrentraut, H., Weisheit, C. K., Frede, S., Hilbert, T. Inducing acute lung injury in mice by direct intratracheal lipopolysaccharide instillation. Journal of Visualized Experiments. (149), e59999 (2019).
  14. Yang, H., et al. STAT6 inhibits ferroptosis and alleviates acute lung injury by regulating P53/SLC7A11 pathway. Cell Death & Disease. 13 (6), 530 (2022).
  15. Aramaki, O., et al. Induction of operational tolerance and generation of regulatory cells after intratracheal delivery of alloantigen combined with nondepleting anti-CD4 monoclonal antibody. Transplantation. 76 (9), 1305-1314 (2003).
  16. Lan, W. Activation of mammalian target of rapamycin (mTOR) in a murine model of lipopolysaccharide (LPS) -induced acute lung injury (ALI). Peking Union Medical College. , (2010).
  17. Lv, H., et al. Tenuigenin ameliorates acute lung injury by inhibiting NF-κB and MAPK signalling pathways. Respiratory Physiology & Neurobiology. 216, 43-51 (2015).
  18. Yang, H., Lv, H., Li, H., Ci, X., Peng, L. Oridonin protects LPS-induced acute lung injury by modulating Nrf2-mediated oxidative stress and Nrf2-independent NLRP3 and NF-κB pathways. Cell Communication and Signaling. 17 (1), 62 (2019).
  19. Im, G. H., et al. Improvement of orthotopic lung cancer mouse model via thoracotomy and orotracheal intubation enabling in vivo imaging studies. Laboratory Animals. 48 (2), 124-131 (2014).
  20. Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory Animals. 42 (2), 222-230 (2008).
  21. Nelson, A. M., Nolan, K. E., Davis, I. C. Repeated orotracheal intubation in mice. Journal of Visualized Experiments. (157), e60844 (2020).
  22. Zhang, S., et al. Microvesicles packaging IL-1β and TNF-α enhance lung inflammatory response to mechanical ventilation in part by induction of cofilin signaling. International Immunopharmacology. 63, 74-83 (2018).
  23. Feng, Z. Comparative study of different intratracheal instillation in acute lung injury model of mice. Jilin University. , (2010).
  24. Chen, J. H., et al. Comparison of acute lung injury mice model established by intranasal and intratracheal instillation of lipopolysaccharide. Pharmacology and Clinics of Chinese Materia Medica. 38 (02), 222-227 (2022).
  25. Luckow, B., Lehmann, M. H. A simplified method for bronchoalveolar lavage in mice by orotracheal intubation avoiding tracheotomy. BioTechniques. 71 (4), 534-537 (2021).
  26. Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of Visualized Experiments. (81), e50601 (2013).

Play Video

Citer Cet Article
Yu, P., Lin, B., Li, J., Luo, Y., Zhang, D., Sun, J., Meng, X., Hu, Y., Xiang, L. Noninvasive Intratracheal Lipopolysaccharide Instillation in Mice. J. Vis. Exp. (193), e65151, doi:10.3791/65151 (2023).

View Video