Summary

استخدام قسطرة هيكمان للوصول إلى الأوعية الدموية على المدى الطويل في نموذج الخنازير قبل السريرية

Published: March 31, 2023
doi:

Summary

تم وصف نهج موثوق وقابل للتكرار لإدخال وصيانة قسطرة هيكمان النفقية للوصول إلى الأوعية الدموية على المدى الطويل في الخنازير. يسمح وضع قسطرة وريدية مركزية بأخذ عينات يومية مريحة من الدم الكامل من المستيقظة وإعطاء الأدوية والسوائل عن طريق الوريد.

Abstract

القسطرة الوريدية المركزية (CVCs) هي أجهزة لا تقدر بثمن في الأبحاث الحيوانية الكبيرة لأنها تسهل مجموعة واسعة من التطبيقات الطبية ، بما في ذلك مراقبة الدم وإدارة السوائل الوريدية والأدوية عن طريق الوريد بشكل موثوق. على وجه التحديد ، تستخدم قسطرة هيكمان النفقية متعددة التجويف (HC) بشكل شائع في نماذج الخنازير نظرا لانخفاض معدلات الإخراج والمضاعفات. على الرغم من انخفاض المضاعفات مقارنة بالأوعية الدموية الوعائية الأخرى ، فإن المراضة المرتبطة ب HC تمثل تحديا كبيرا ، لأنها يمكن أن تؤخر بشكل كبير أو تؤثر سلبا على الدراسات الجارية. يعد إدخال HCs وصيانتها بشكل صحيح أمرا بالغ الأهمية في منع هذه المضاعفات ، ولكن لا يوجد توافق في الآراء حول أفضل الممارسات. الغرض من هذا البروتوكول هو وصف شامل لنهج لإدخال وصيانة HC النفقي في الخنازير التي تخفف من المضاعفات والمراضة المرتبطة ب HC. أدى استخدام هذه التقنيات في >100 خنزير إلى خطوط براءات اختراع خالية من المضاعفات تصل إلى 8 أشهر ولا توجد وفيات مرتبطة بالقسطرة أو عدوى في موقع الجراحة البطنية. يقدم هذا البروتوكول طريقة لتحسين عمر HC وإرشادات للتعامل مع المشكلات أثناء الاستخدام.

Introduction

يرجع الدور الذي لا غنى عنه للقسطرة الوريدية المركزية (CVCs) في رعاية المرضى إلى ملاءمتها وملف تعريف السلامة المناسب وتعدد الاستخدامات1. تشمل وظائف CVC الوصول الموثوق به للتغذية الوريدية الكاملة ، وزرع الخلايا الجذعية المكونة للدم ، وفصادة البلازما / الفصادة ، والإدارة الفعالة للسوائل أو الدم أو الأدوية المشتركة2. في الطب البيطري ، تقلل CVCs أيضا من إزعاج عن طريق التخفيف السريع للأدوية المهيجة وأخذ عينات الدم دون بزل الوريد المتكرر3. على الرغم من تطبيقاتها الواسعة ، لا يزال استخدام CVCs في الأبحاث الحيوانية الكبيرة يمثل العديد من التحديات الكبيرة4.

قد يكون وضع القسطرة الوريدية المركزية عن طريق الجلد عبر سلك توجيه أو قسطرة مقدمة أمرا صعبا بالنسبة للباحثين غير البيطريين ، خاصة في ذات الهياكل الوريدية العميقة5. قد تؤدي تقنية تركيب CVC غير الصحيحة إلى وضع غير مقصود في الهياكل القريبة ، مما يستلزم وضعا موجها بالموجات فوق الصوتية أو تصويرا شعاعيا بعد الإجراء لتحديد المواقع6. ومع ذلك ، بالمقارنة مع غرف العمليات البشرية ، لا تتوفر الموجات فوق الصوتية بسهولة في العديد من مختبرات الأبحاث الحيوانية الكبيرة. علاوة على ذلك ، يمكن أن يؤدي الاستخدام طويل الأمد للقسطرة الساكنة إلى التواء الخط أو ثقبه أو العدوى أو إخراجه من قبل ، مع احتمال تعطيل العلاج في الوقت المناسب والمراقبة السريرية ونتائج البحث 4,7. يتطلب استبدال CVC موارد إضافية ، بما في ذلك شراء المواد ، والجدولة الجراحية ، ووقت الصيام ، والوصول إلى التصوير الشعاعي. وبالتالي ، يمكن للمضاعفات المتعلقة ب CVC أن تخلق حواجز تقنية ومالية كبيرة أو تعطيلا للبحوث الانتقالية المنتجة ، خاصة في الخنازير. قد يؤدي التلوث بالطعام أو البراز ، والخدش على جدران القفص ، وركل مواقع التهيج إلى تعريض القسطرة الوريدية المركزية للخطر ، ويتم تضخيم خطر المضاعفات المرتبطة بالقسطرة الوريدية المركزية من خلال الاستخدام طويل الأمد. وبالتالي ، فإن الصيانة الآمنة وغير المعقدة ل CVC في الخنازير تتطلب دراسة متأنية لاختيار CVC ، والتنسيب ، والتأمين ، والحماية ، والصرف الصحي ، والمراقبة.

قسطرة هيكمان (HC) المستخدمة في هذا البروتوكول عبارة عن CVC نفقي مع سوار بوليستر وواحد إلى ثلاثة لومن ، والذي يستخدم عادة للوصول إلى الوريد على المدى الطويل في البشر1،4،8،9. ارتبط نهج القسطرة النفقية بانخفاض معدلات المضاعفات وتكاليف الصيانة مقارنة بالاختلافات غير النفقية10،11،12. تقلل الكفة من إخراج HC عن طريق الاندماج في الأنسجة تحت الجلد المحيطة بموقع خروج الجلد. يتيح التصميم متعدد التجويف أيضا فصل إعطاء الدواء وسحب الدم ، وبالتالي تقليل تلوث عينات الدم وعدم دقتها. على الرغم من ذلك ، فإن استخدام HC لا يخلو من التحديات ، وأكثرها شيوعا تشمل الكسور والهجرة والانسداد والعدوى13،14،15،16. لذلك فإن التركيب والصيانة المناسبين ل HC هي مهارات لا غنى عنها عند استخدامها في البحوث الانتقالية. ومع ذلك ، فإن الأدبيات الحالية تقدم القليل من الإرشادات لأفضل الممارسات لاستخدام HC في الخنازير أثناء التجارب طويلة الأجل5،6،17.

الغرض من هذه الدراسة هو تحديد نهج محسن لإدخال HC في الوريد الوداجي الداخلي (IJV) ، وتأمين الجلد ، والحماية الدائمة التي تقلل من المضاعفات المرتبطة بالقسطرة على المدى الطويل وعدم الراحة في الخنازير. ويتضمن التقرير مناقشة للاعتبارات الهامة لاستخدام الموارد البشرية، والتحديات المحتملة التي قد تواجهها، والتعديلات التي قد تحسن جودة هذا النهج.

Protocol

تم إجراء جميع الإجراءات الحيوانية وفقا لبروتوكول المعتمد من قبل لجنة رعاية واستخدام المؤسسية بجامعة جونز هوبكنز (IACUC). تشمل سلالات الخنازير الذكور والإناث التي تخضع لوضع HC الخنازير المصغرة من مستعمرة الخنازير في مستشفى ماساتشوستس العام (MGH) ، وخنازير يوكاتان ، والخنازير المتقاطعة في يورك?…

Representative Results

خضع أكثر من 100 خنزير لإدخال HC بنجاح في مختبرنا. يمكن وضع HC بأمان وبشكل صحيح وتأمينه في أقل من 1 ساعة مع جراح ومساعد وجهاز تدوير وطبيب تخدير. يستغرق صنع كيس القسطرة حوالي 15-20 دقيقة. هذه التقنية مباشرة وسهلة التدريس وقد تم تنفيذها من قبل الأطباء البيطريين والمقيمين الجراحيين وطلاب الطب باتباع ?…

Discussion

في حين أن CVCs تخدم مجموعة من الوظائف في البحوث الحيوانية الكبيرة ، فإن الأدبيات الحالية تفتقر إلى نهج توافقي للاستخدام الآمن والمستدام في التجارب طويلة الأجل على مدى 30 يوما. خضع الإجراء التدريجي لهذا البروتوكول لإدخال HC وتأمين الجلد والتخزين في كيس مصنوع يدويا لتعديلات كبيرة لتحسين الجود?…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

نود أن نعرب عن تقديرنا لدعم الجيش والبحرية NIH والقوات الجوية و VA والشؤون الصحية فيما يتعلق بجهود AFIRM II بموجب الجائزة CTA05: W81XWH-13-2-0052 و CTA06: W81XWH-13-2-0053. نشاط اقتناء البحوث الطبية للجيش الأمريكي ، 820 شارع تشاندلر ، فورت ديتريك MD 21702-5014 ، هو مكتب منح وإدارة الاستحواذ. الآراء والتفسيرات والاستنتاجات والتوصيات هي آراء المؤلف ولا تقرها بالضرورة وزارة الدفاع. بالإضافة إلى ذلك ، نود أن نعرب عن تقديرنا للدعم المقدم من برامج البحوث الطبية الموجهة من الكونغرس (CDMRP) التابعة لوزارة الدفاع ، وبرنامج أبحاث زراعة الأعضاء الترميمية (RTRP) ، من خلال الجوائز W81XWH-17-1-0280 و W81XWH-17-1-0624 و W81XWH-17-1-0287 و W81XWH18-1-0795. نود أيضا أن نعرب عن تقديرنا لقسم الجراحة التجميلية والترميمية وكلية الطب بجامعة جونز هوبكنز. بالإضافة إلى ذلك ، نود أن نعرب عن تقديرنا لجميع الموظفين البيطريين ، بما في ذلك ميلاني آدامز وكارين جوس وهالي سموت وكايلا شونفيسكي وفيكتوريا ماناهان.

Materials

#10 blade Medline MDS15110
0.9% Sterile Sodium Chloride Baxter  2F7123
0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture Covidien S-196
0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture Ethicon 8690H
1 inch Medical Tape 3M 1548S-1
10 USP units/mL Heparin flush Becton, Dickinson and Company 306424
3-0 Braided Absorbable Suture Covidien SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle)
3-0 Monofilament Absorbable Suture Covidien SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle)
4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties Ethicon A303H
70% Ethanol Vedco VINV-IPA7
Adson tissue forceps MPM Medical Supply 132-508
Adson-Brown forceps MPM Medical Supply 106-2572
Air warming blanket and pad 3M Bair Hugger UPC 00608223595770
Backhaus towel clamp MPM Medical Supply 117-5508
Brown needle holder MPM Medical Supply 110-1513
Buprenorphine PAR Pharmaceutical 3003408B
Cefazolin Hikma Farmacuetica (Portugal) PLB 133-WES/1
Chlorhexidine Vet One 501027
Clave Baxter 7N8399
Cotton Padding Medline NON6027
Debakey forceps MPM Medical Supply 106-5015
Elastic Adhesive Bandage Tape 3M XH002016489
Halstead mosquito forceps MPM Medical Supply 115-4612
Hickman Catheter Bard Access Systems 603710
Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors Bard Access Systems 0601690 (red), 0601680 (white), 502017
Kelly hemostatic forceps MPM Medical Supply 115-7014
Ketamine Vet One 383010-03
Lactated Ringers Baxter 2B2324X
Maropitant Citrate Zoetis 106
Mayo scissors MPM Medical Supply 103-5014
Metzenbaum scissors MPM Medical Supply 132-711
Pantoprazole JH Pharmacy NDC 0143-9284-10
Scalpel blade handle Medline MDS10801
Vein Pick SAI infusion technologies VP-10
Veterinary Ophthalmic Ointment Dechra IS4398
Xylazine Vet One 510004

References

  1. Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
  2. Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , (2022).
  3. Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360 Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011)
  4. Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
  5. Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
  6. . Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015)
  7. Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
  8. Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
  9. Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
  10. Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
  11. Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
  12. Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
  13. da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. d. e. P. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
  14. Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
  15. Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
  16. Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
  17. Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
  18. Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
  19. Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
  20. Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
  21. Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
  22. Tumbleson, M. E., Schook, L. B. . Advances in Swine in Biomedical Research. 2, (1996).
  23. Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
  24. Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
  25. Nordström, C. -. H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
  26. Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
  27. Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
  28. Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
  29. Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
check_url/fr/65221?article_type=t

Play Video

Citer Cet Article
Girard, A. O., Muss, T. E., Loftin, A. H., Kalsi, R., Bodine, A. K., Lopez, C. D., Furtmüller, G. J., Etra, J. W., Izzi, J., Plunkard, J., Brown, M. G., Oh, B. C., Brandacher, G. Hickman Catheter Use for Long-Term Vascular Access in a Preclinical Swine Model. J. Vis. Exp. (193), e65221, doi:10.3791/65221 (2023).

View Video