Utilisation d’un cathéter de Hickman pour l’accès vasculaire à long terme dans un modèle porcin préclinique
Summary
Une approche fiable et reproductible pour l’insertion et l’entretien d’un cathéter de Hickman tunnelisé pour l’accès vasculaire à long terme chez le porc est décrite. La mise en place d’un cathéter veineux central permet de prélever quotidiennement du sang total d’animaux éveillés et d’administrer par voie intraveineuse des médicaments et des liquides.
Abstract
Les cathéters veineux centraux (CVC) sont des dispositifs inestimables dans la recherche sur les grands animaux, car ils facilitent un large éventail d’applications médicales, y compris la surveillance sanguine et l’administration fiable de fluides intraveineux et de médicaments. Plus précisément, le cathéter de Hickman (HC) à plusieurs lumières tunnelisées est couramment utilisé dans les modèles porcins en raison de ses taux de désincarcération et de complications plus faibles. Bien qu’il y ait moins de complications que les autres CVC, la morbidité liée à l’HC présente un défi de taille, car elle peut retarder considérablement les études en cours ou avoir un impact négatif sur celles-ci. L’insertion et le maintien appropriés des HC sont primordiaux pour prévenir ces complications, mais il n’y a pas de consensus sur les meilleures pratiques. L’objectif de ce protocole est de décrire de manière exhaustive une approche pour l’insertion et le maintien d’un HC tunnelisé chez les porcs qui atténue les complications et la morbidité liées au HC. L’utilisation de ces techniques chez > 100 porcs a permis d’obtenir des lignées patentes sans complication jusqu’à 8 mois et aucune mortalité liée au cathéter ni aucune infection du site chirurgical ventral. Ce protocole offre une méthode pour optimiser la durée de vie du HC et des conseils pour aborder les problèmes pendant l’utilisation.
Introduction
Le rôle indispensable des cathéters veineux centraux (CVC) dans la prise en charge des patients est dû à leur commodité, à leur profil de sécurité favorable et à leur polyvalence1. Les fonctions d’un CVC comprennent un accès fiable à la nutrition parentérale totale, à la transplantation de cellules souches hématopoïétiques, à la plasmaphérèse/aphérèse et à l’administration efficace de liquides, de sang ou de co-médicaments2. En médecine vétérinaire, les CVC minimisent également l’inconfort des animaux grâce à la dilution rapide des médicaments irritants et aux prélèvements sanguins sans ponction veineuse répétée3. Malgré leurs nombreuses applications, l’utilisation des CVC dans la recherche sur les grands animaux présente encore plusieurs défis considérables4.
La mise en place percutanée d’un CVC à l’aide d’un fil-guide ou d’un cathéter d’introduction peut être difficile pour les chercheurs non vétérinaires, en particulier chez les animaux présentant des structures veineuses profondes5. Une mauvaise technique d’installation du CVC peut entraîner un placement involontaire dans les structures voisines, nécessitant une mise en place guidée par ultrasons ou une radiographie post-procédure du positionnement6. Cependant, par rapport aux salles d’opération humaines, les ultrasons ne sont pas facilement disponibles dans de nombreux laboratoires de recherche sur les grands animaux. De plus, l’utilisation à long terme de cathéters à demeure peut entraîner un pliage des lignes, une ponction, une infection ou une désincarcération par les animaux, ce qui peut perturber le traitement, la surveillance clinique et les résultats de la recherche en temps opportun 4,7. Le remplacement du CVC nécessite des ressources supplémentaires, notamment l’approvisionnement en matériel, la planification chirurgicale, le temps de jeûne et l’accès radiographique. Les complications liées au CVC peuvent donc créer des obstacles techniques et financiers importants ou perturber la recherche translationnelle productive, en particulier chez les porcs. La contamination par des aliments ou des matières fécales, le grattage contre les parois de la cage et les points d’irritation des coups de pied peuvent compromettre un CVC, et le risque de complications liées au CVC est amplifié par une utilisation à long terme. Ainsi, l’entretien sûr et simple d’un CVC chez les porcs nécessite un examen minutieux du choix, de l’emplacement, de l’arrimage, de la protection, de l’assainissement et de la surveillance du CVC.
Le cathéter de Hickman (HC) utilisé dans ce protocole est un CVC tunnelisé avec un ballonnet en polyester et une à trois lumières, qui est couramment utilisé pour l’accès intraveineux à long terme chez les humains et les animaux 1,4,8,9. L’approche par cathéter tunnelisé a été associée à des taux de complications et à des coûts de maintenance plus faibles par rapport aux variantes non tunnelisées10,11,12. Le ballonnet réduit la désincarcération de l’HC en s’incorporant dans les tissus sous-cutanés entourant le site de sortie de la peau. La conception multi-lumière permet également de séparer l’administration des médicaments et les prélèvements sanguins, minimisant ainsi la contamination et l’inexactitude des échantillons de sang. Malgré cela, l’utilisation de HC n’est pas sans défis, dont les plus courants sont les fractures, la migration, l’occlusion et l’infection13,14,15,16. L’installation et l’entretien appropriés d’un HC sont donc des compétences indispensables lorsqu’elles sont utilisées dans la recherche translationnelle. Cependant, la littérature actuelle offre peu d’indications sur les pratiques exemplaires pour l’utilisation des HC chez les porcs au cours d’essais à long terme 5,6,17.
L’objectif de cette étude est de décrire une approche optimisée pour l’insertion de HC dans la veine jugulaire interne (VJI), la fixation de la peau et une protection durable qui minimise les complications et l’inconfort à long terme liés au cathéter chez les porcs. Une discussion sur les considérations importantes pour l’utilisation de SC, les défis potentiels qui peuvent être rencontrés et les modifications qui peuvent améliorer la qualité de cette approche est incluse.
Protocol
Representative Results
Discussion
Bien que les CVC remplissent un éventail de fonctions dans la recherche sur les grands animaux, la littérature actuelle manque d’une approche consensuelle pour une utilisation sûre et durable dans les essais à long terme de plus de 30 jours. La procédure par étapes de ce protocole pour l’insertion, la fixation de la peau et le stockage dans une poche faite à la main a fait l’objet d’ajustements importants pour améliorer la qualité. À ce titre, ce protocole présente une technique d’utilisation de HC q…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Nous tenons à remercier l’armée de terre, la marine, le NIH, l’armée de l’air, la VA et les affaires de la santé concernant l’effort AFIRM II dans le cadre de l’attribution CTA05 : W81XWH-13-2-0052 et CTA06 : W81XWH-13-2-0053. L’U.S. Army Medical Research Acquisition Activity, 820 Chandler Street, Fort Detrick MD 21702-5014, est le bureau d’acquisition d’attribution et d’administration. Les opinions, interprétations, conclusions et recommandations sont celles de l’auteur et ne sont pas nécessairement approuvées par le ministère de la Défense. De plus, nous tenons à remercier le soutien des programmes de recherche médicale dirigés par le Congrès (CDMRP) du ministère de la Défense, du programme de recherche sur la transplantation reconstructive (RTRP), par le biais des prix W81XWH-17-1-0280, W81XWH-17-1-0624, W81XWH-17-1-0287 et W81XWH18-1-0795. Nous tenons également à remercier le Département de chirurgie plastique et reconstructive et l’École de médecine de l’Université Johns Hopkins. De plus, nous tenons à remercier l’ensemble du personnel vétérinaire, y compris Melanie Adams, Karen Goss, Haley Smoot, Kayla Schonvisky et Victoria Manahan.
Materials
| #10 blade | Medline | MDS15110 | |
| 0.9% Sterile Sodium Chloride | Baxter | 2F7123 | |
| 0-0 Coated and Braided Nonabsorbable Suture | Covidien | S-196 | |
| 0-0 Synthetic, Monofilament, Nonabsorbable Polypropylene Suture | Ethicon | 8690H | |
| 1 inch Medical Tape | 3M | 1548S-1 | |
| 10 USP units/mL Heparin flush | Becton, Dickinson and Company | 306424 | |
| 3-0 Braided Absorbable Suture | Covidien | SL-636 (cutting needle), GL-122 (taper needle) | |
| 3-0 Monofilament Absorbable Suture | Covidien | SM-922 (cutting needle), CM-882 (taper needle) | |
| 4-0 Coated and Braided Non-absorbable Suture Ties | Ethicon | A303H | |
| 70% Ethanol | Vedco | VINV-IPA7 | |
| Adson tissue forceps | MPM Medical Supply | 132-508 | |
| Adson-Brown forceps | MPM Medical Supply | 106-2572 | |
| Air warming blanket and pad | 3M Bair Hugger | UPC 00608223595770 | |
| Backhaus towel clamp | MPM Medical Supply | 117-5508 | |
| Brown needle holder | MPM Medical Supply | 110-1513 | |
| Buprenorphine | PAR Pharmaceutical | 3003408B | |
| Cefazolin | Hikma Farmacuetica (Portugal) | PLB 133-WES/1 | |
| Chlorhexidine | Vet One | 501027 | |
| Clave | Baxter | 7N8399 | |
| Cotton Padding | Medline | NON6027 | |
| Debakey forceps | MPM Medical Supply | 106-5015 | |
| Elastic Adhesive Bandage Tape | 3M | XH002016489 | |
| Halstead mosquito forceps | MPM Medical Supply | 115-4612 | |
| Hickman Catheter | Bard Access Systems | 603710 | |
| Hickman Catheter Repair Kit, 7Fr, Red and White Connectors | Bard Access Systems | 0601690 (red), 0601680 (white), 502017 | |
| Kelly hemostatic forceps | MPM Medical Supply | 115-7014 | |
| Ketamine | Vet One | 383010-03 | |
| Lactated Ringers | Baxter | 2B2324X | |
| Maropitant Citrate | Zoetis | 106 | |
| Mayo scissors | MPM Medical Supply | 103-5014 | |
| Metzenbaum scissors | MPM Medical Supply | 132-711 | |
| Pantoprazole | JH Pharmacy | NDC 0143-9284-10 | |
| Scalpel blade handle | Medline | MDS10801 | |
| Vein Pick | SAI infusion technologies | VP-10 | |
| Veterinary Ophthalmic Ointment | Dechra | IS4398 | |
| Xylazine | Vet One | 510004 |
References
- Pontes, L., et al. Incidents related to the Hickman® catheter: identification of damages. Revista Brasileira de Enfermagem. 71 (4), 1915-1920 (2018).
- Kolikof, J., Peterson, K., Baker, A. M. Central Venous Catheter. StatPearls. , (2022).
- Central venous catheters: how, when, why? (Proceedings). DVM 360 Available from: https://www.dvm360.com/view/central-venous-catheters-how-when-why-proceedings (2011)
- Abrams-Ogg, A. C., et al. The use of an implantable central venous (Hickman) catheter for long-term venous access in dogs undergoing bone marrow transplantation. Canadian Journal of Veterinary Research. 56 (4), 382-386 (1992).
- Florescu, M. C., et al. Surgical technique of placement of an external jugular tunneled hemodialysis catheter in a large pig model. The Journal of Vascular Access. 19 (5), 473-476 (2018).
- . Central Venous Catheter Placement: Modified Seldinger Technique Available from: https://www.cliniciansbrief.com/article/central-venous-catheter-placement-modified-seldinger-technique (2015)
- Perondi, F., et al. Bacterial colonization of non-permanent central venous catheters in hemodialysis dogs. Heliyon. 6 (1), e03224 (2020).
- Faulkner, R. T., Czajkowski, W. P., Rayfield, E. J., Hickman, R. L. Technique for portal catheterization in rhesus monkeys (Macaca mulatta). American Journal of Veterinary Research. 37 (4), 473-475 (1976).
- Moss, J. G., et al. Central venous access devices for the delivery of systemic anticancer therapy (CAVA): a randomised controlled trial. Lancet. 398 (10298), 403-415 (2021).
- Dai, C., et al. Effect of tunneled and nontunneled peripherally inserted central catheter placement: A randomized controlled trial. The Journal of Vascular Access. 21 (4), 511-519 (2020).
- Wu, X., et al. Tunneled peritoneal catheter vs repeated paracenteses for recurrent ascites: a cost-effectiveness analysis. Cardiovascular and Interventional Radiology. 45 (7), 972-982 (2022).
- Onwubiko, C., et al. Small tunneled central venous catheters as an alternative to a standard hemodialysis catheter in neonatal patients. Journal of Pediatric Surgery. 56 (12), 2219-2223 (2021).
- da Silva, S. R., Reichembach, M. T., Pontes, L., de Souza, G. d. e. P. E. S. C. M., Kusma, S. Heparin solution in the prevention of occlusions in Hickman® catheters a randomized clinical trial. Revista Latino-Americana de Enfermagem. 29, e3385 (2021).
- Landoy, Z., Rotstein, C., Lucey, J., Fitzpatrick, J. Hickman-Broviac catheter use in cancer patients. Journal of Surgical Oncology. 26 (4), 215-218 (1984).
- Bawazir, O. A., Altokhais, T. I. Hickman central venous catheters in children: open versus percutaneous technique. Annals of Vascular Surgery. 68, 209-216 (2020).
- Cappello, M., et al. Central venous access for haemodialysis using the Hickman catheter. Nephrology Dialysis Transplantation. 4 (11), 988-992 (1989).
- Shastri, L., Kjærgaard, B., Rees, S. E., Thomsen, L. P. Changes in central venous to arterial carbon dioxide gap (PCO2 gap) in response to acute changes in ventilation. BMJ Open Respiratory Research. 8 (1), e000886 (2021).
- Smith, A. C., Swindle, M. M. Preparation of swine for the laboratory. ILAR Journal. 47 (4), 358-363 (2006).
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Veterinary Pathology. 49 (2), 344-356 (2012).
- Hughes, H. C. Swine in cardiovascular research. Laboratory Animal Science. 36 (4), 348-350 (1986).
- Svendsen, O. The minipig in toxicology. Experimental and Toxicologic Pathology. 57 (5-6), 335-339 (2006).
- Tumbleson, M. E., Schook, L. B. . Advances in Swine in Biomedical Research. 2, (1996).
- Jensen-Waern, M., Kruse, R., Lundgren, T. Oral immunosuppressive medication for growing pigs in transplantation studies. Laboratory Animals. 46 (2), 148-151 (2012).
- Ibrahim, Z., et al. A modified heterotopic swine hind limb transplant model for translational vascularized composite allotransplantation (VCA) research. Journal of Visualized Experiments. (80), e50475 (2013).
- Nordström, C. -. H., Jakobsen, R., Mølstrøm, S., Nielsen, T. H. Cerebral venous blood is not drained via the internal jugular vein in the pig. Resuscitation. 162, 437-438 (2021).
- Habib, C. A., et al. MR imaging of the yucatan pig head and neck vasculature. Journal of Magnetic Resonance Imaging. 38 (3), 641-649 (2013).
- Flournoy, W. S., Mani, S. Percutaneous external jugular vein catheterization in piglets using a triangulation technique. The International Journal of Laboratory Animals. 43 (4), 344-349 (2009).
- Kotsougiani, D., et al. Surgical angiogenesis in porcine tibial allotransplantation: a new large animal bone vascularized composite allotransplantation model. Journal of Visualized Experiments. (126), e55238 (2017).
- Chuang, M., et al. Comparison of external catheters with subcutaneous vascular access ports for chronic vascular access in a porcine model. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (2), 24-27 (2005).
