Точный и поддающийся количественной оценке метод сбора гемолимфы у мелких членистоногих
Summary
Мы описываем метод эффективного сбора поддающейся количественной оценке гемолимфы у мелких членистоногих для последующего анализа.
Abstract
Известно, что членистоногие передают через свою гемолимфу различные вирусы, имеющие медицинское и сельскохозяйственное значение, что необходимо для передачи вируса. Сбор гемолимфы является базовой технологией изучения вирусно-векторных взаимодействий. Здесь мы описываем новый и простой метод количественного сбора гемолимфы у мелких членистоногих с использованием Laodelphax striatellus (маленький коричневый кузнечик, SBPH) в качестве исследовательской модели, поскольку это членистоногое является основным переносчиком вируса рисовой полосы (RSV). В этом протоколе процесс начинается с осторожного отщипывания одной ноги замороженного членистоногого пинцетом с тонким наконечником и выдавливания гемолимфы из раны. Затем простая микропипетка, состоящая из капилляра и колбы пипетки, используется для забора транссудативной гемолимфы из раны по принципу капиллярных сил. Наконец, собранная гемолимфа может быть растворена в определенном буфере для дальнейшего изучения. Этот новый метод сбора гемолимфы у мелких членистоногих является полезным и эффективным инструментом для дальнейших исследований арбовирусов и векторно-вирусных взаимодействий.
Introduction
Как животные, так и растительные вирусы могут передаваться членистоногими, и эти вирусы представляют серьезную угрозу для здоровья человека и наносят огромные экономические потери в сельском хозяйстве 1,2,3. Важно отметить, что членистоногая гемолимфа, которая служит кровеносной системой и жизненно важным элементом иммунной системы у членистоногих, играет важную роль в регуляции арбовирусной передачи. Вирусы, приобретенные через кишечник членистоногих, транспортируются в другие ткани только после успешного выхода из неблагоприятной среды гемолимфы 4,5,6,7. Жизненный цикл вирусов в гемолимфе членистоногих включает выживание вируса в жидкой плазме, проникновение в гемоцит и транспорт в другие ткани, а в гемолимфе 8,9,10,11,12 возникают различные механизмы взаимодействия вируса и вектора. Например, вертикальная передача RSV SBPH зависит от молекулярного взаимодействия между белком вителлогенина SBPH и белком капсида RSV (вирус рисовой полосы)13,14. Некоторые вирусы могут избегать иммунного ответа гемолимфы путем связывания специфических векторных факторов15,16,17,18. Таким образом, исследование трансмиссионно-вирусных взаимодействий в гемолимфе членистоногих важно для лучшего понимания передачи арбовирусов.
Гемолимфу некоторых мелких насекомых, таких как кузнечики, цикадки и некоторые комары, трудно собрать из-за их размера. Для решения этой проблемы было разработано несколько методов сбора гемолимфы, в том числе введение иглы шприца непосредственно в тело насекомого для извлечения микрообъема гемолимфы, сбор экссудата из места раны пинцетом с тонким наконечником и прямое центрифугирование. Эти методы позволили измерить относительные уровни экспрессии генов и титры вируса в пределах гемолимфы 19,20,21. Однако эффективный метод количественной оценки объема гемолимфы, который необходим для подсчета гемоцитов, количественного определения белка и анализа активности ферментов, в настоящее время недоступен для этих мелких насекомых.
SBPH (маленький коричневый кузнечик) – это тип мелкого насекомого-переносчика с длиной тела около 2-4 мм. SBPH способен передавать различные вирусы растений, включая RSV, вирус шероховатого карлика кукурузы и вирус карликового риса с черными полосами22,23,24. Взаимодействие между SBPH и RSV было глубоко изучено в течение последнего десятилетия. Чтобы облегчить работу с SBPH, мы разработали новый и простой метод сбора гемолимфы. Этот метод, основанный на принципе капиллярных сил, использует капилляр со шкалой для получения гемолимфы насекомого точным и поддающимся количественной оценке образом. Это позволяет эффективно собирать определенный объем гемолимфы из мелких насекомых и более детально изучать среду гемолимфы мелких переносчиков.
Protocol
Representative Results
Discussion
Гемолимфа является средой кровеносной системы у членистоногих, и арбовирусы могут проникать в другие ткани членистоногих только в том случае, если они способны выжить во враждебной среде гемолимфы. Сбор высококачественного образца гемолимфы является первым шагом в изучении векторно-…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Эта работа была поддержана Национальной ключевой программой исследований и разработок Китая (No 2022YFD1401700) и Национальным научным фондом Китая (No 32090013 и No 32072385).
Materials
| 10% SDS-PAGE protein gel | Bio-rad | 4561035 | Protein separation and detection |
| 4% paraformaldehyde | Solarbio | P1110 | For fixation of the cells or tissues |
| Bradford dye reagent | Bio-rad | 5000205 | Protein concentration detection |
| Capillary | Hirschmann | 9000101 | For collecting hemolymph |
| Cell counting chamber | ACMEC | AYA0810 | Hemocytes counting |
| Glass slide | Gitoglas | 10127105A | For holding insects |
| Glass slide coated with silane | Sigma | S4651-72EA | For holding microscope samples |
| Gold antifade reagent with DAPI | Invitrogen | P36935 | Nucleus staining |
| Microscope cover glass | Gitoglas | 10212424C | For microscopic observation |
| Pipette bulb | Hirschmann | 9000101 | For collecting hemolymph |
| Prism 8.0 software | GraphPad Software | / | Statistical analyses |
| Stereomicroscope | Motic | SMZ-168 | For insect dissection |
| Tweezers | Tianld | P5622 | For insect dissection |
| Zeiss inverted microscope | Zeiss | Observer Z1 | Hemocytes observation |
References
- Hogenhout, S. A., Ammar el, D., Whitfield, A. E., Redinbaugh, M. G. Insect vector interactions with persistently transmitted viruses. Annual Review of Phytopathology. 46, 327-359 (2008).
- Ray, S., Casteel, C. L. Effector-mediated plant-virus-vector interactions. Plant Cell. 34 (5), 1514-1531 (2022).
- Islam, W., et al. Plant-insect vector-virus interactions under environmental change. Science of the Total Environment. 701, 135044 (2020).
- Cory, J. S. Insect virus transmission: Different routes to persistence. Current Opinion in Insect Science. 8, 130-135 (2015).
- Wang, X. W., Blanc, S. Insect transmission of plant single-stranded DNA viruses. Annual Review of Entomology. 66, 389-405 (2021).
- Yi, H. Y., Chowdhury, M., Huang, Y. D., Yu, X. Q. Insect antimicrobial peptides and their applications. Applied Microbiology and Biotechnology. 98 (13), 5807-5822 (2014).
- Liu, W. W., et al. Proteomic analysis of interaction between a plant virus and its vector insect reveals new functions of hemipteran cuticular protein. Molecular & Cellular Proteomics. 14 (8), 2229-2242 (2015).
- Wang, L., Van Meulebroek, L., Vanhaecke, L., Smagghe, G., Meeus, I. The bee hemolymph metabolome: A window into the impact of viruses on bumble bees. Viruses. 13 (4), 600 (2021).
- Jia, D., et al. Vector mediated transmission of persistently transmitted plant viruses. Current Opinion in Virology. 28, 127-132 (2018).
- Anderson, J. F., Main, A. J., Ferrandino, F. J. Horizontal and vertical transmission of West Nile Virus by Aedes vexans (Diptera: Culicidae). Journal of Medical Entomology. 57 (5), 1614-1618 (2020).
- Gadhave, K. R., et al. Low frequency of horizontal and vertical transmission of cucurbit leaf crumple virus in whitefly Bemisia tabaci Gennadius. Phytopathology. 110 (6), 1235-1241 (2020).
- Logan, R. A. E., et al. Vertical and horizontal transmission of cell fusing agent virus in Aedes aegypti. Applied and Environmental Microbiology. 88 (18), e0106222 (2022).
- Huo, Y., et al. Transovarial transmission of a plant virus is mediated by vitellogenin of its insect vector. PLoS Pathogens. 10 (3), e1003949 (2014).
- Wei, J., et al. Vector development and vitellogenin determine the transovarial transmission of begomoviruses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (26), 6746-6751 (2017).
- Medzhitov, R. Toll-like receptors and innate immunity. Nature Reviews Immunology. 1 (2), 135-145 (2001).
- Kingsolver, M. B., Huang, Z., Hardy, R. W. Insect antiviral innate immunity: Pathways, effectors, and connections. Journal of Molecular Biology. 425 (24), 4921-4936 (2013).
- Pei, R. J., Chen, X. W., Lu, M. J. Control of hepatitis B virus replication by interferons and Toll-like receptor signaling pathways. World Journal of Gastroenterology. 20 (33), 11618-11629 (2014).
- Kao, Y. T., Lai, M. M. C., Yu, C. Y. How dengue virus circumvents innate immunity. Frontiers in Immunology. 9, 2860 (2018).
- Gilliam, M., Shimanuki, H. Coagulation of hemolymph of the larval honey bee (Apis mellifera L). Experientia. 26 (8), 908-909 (1970).
- Huo, Y., et al. Insect tissue-specific vitellogenin facilitates transmission of plant virus. PLoS Pathogens. 14 (2), e1006909 (2018).
- Chen, X., et al. A plant virus ensures viral stability in the hemolymph of vector insects through suppressing prophenoloxidase activation. mBio. 11 (4), e01453 (2020).
- Vidano, C. Phases of maize rough dwarf virus multiplication in the vector Laodelphax striatellus (Fallén). Virology. 41 (2), 218-232 (1970).
- Yu, Y. L., et al. Laodelphax striatellus Atg8 facilitates Rice stripe virus infection in an autophagy-independent manner. Journal of Insect Science. 28 (2), 315-329 (2021).
- Zhang, J. H., et al. Cytochrome P450 monooxygenases CYP6AY3 and CYP6CW1 regulate Rice black-streaked dwarf virus replication in Laodelphax striatellus (Fallen). Viruses. 13 (8), 1576 (2021).
- Ribeiro, C., Brehelin, M. Insect haemocytes: What type of cell is that. Journal of Insect Physiology. 52 (5), 417-429 (2006).
- Butolo, N. P., et al. A high quality method for hemolymph collection from honeybee larvae. PLoS One. 15 (6), e0234637 (2020).
- Nesa, J., et al. Antimicrobial potential of a ponericin-like peptide isolated from Bombyx mori L. hemolymph in response to Pseudomonas aeruginosa infection. Scientific Reports. 12 (1), 15493 (2022).
- Mahmoud, S., et al. Curcumin-injected Musca domestica larval hemolymph: Cecropin upregulation and potential anticancer effect. Molecules. 27 (5), 1570 (2022).
- Patton, T. G., et al. salivary gland, and hemolymph collection from Ixodes scapularis ticks. Journal of Visualized Experiments. (60), e3894 (2012).
- Piyankarage, S. C., Augustin, H., Featherstone, D. E., Shippy, S. A. Hemolymph amino acid variations following behavioral and genetic changes in individual Drosophila larvae. Amino Acids. 38 (3), 779-788 (2010).
- Fiorotti, J., et al. Disclosing hemolymph collection and inoculation of metarhizium blastospores into Rhipicephalus microplus ticks towards invertebrate pathology studies. Journal of Visualized Experiments. (148), e59899 (2019).
