Summary

Modelo de paro cardíaco en ratón para la obtención de imágenes cerebrales y la monitorización de la fisiología cerebral durante la isquemia y la reanimación

Published: April 14, 2023
doi:

Summary

Este protocolo demuestra un modelo único de ratón de paro cardíaco por asfixia que no requiere compresión torácica para la reanimación. Este modelo es útil para monitorizar y obtener imágenes de la dinámica de la fisiología cerebral durante el paro cardíaco y la reanimación.

Abstract

La mayoría de los sobrevivientes de paro cardíaco (AC) experimentan diversos grados de déficits neurológicos. Para comprender los mecanismos que sustentan la lesión cerebral inducida por AC y, posteriormente, desarrollar tratamientos efectivos, la investigación experimental de AC es esencial. Con este fin, se han establecido algunos modelos de CA de ratón. En la mayoría de estos modelos, los ratones se colocan en decúbito supino para realizar la compresión torácica para la reanimación cardiopulmonar (RCP). Sin embargo, este procedimiento de reanimación dificulta la obtención de imágenes/monitorización en tiempo real de la fisiología cerebral durante la AC y la reanimación. Para obtener este conocimiento crítico, el presente protocolo presenta un modelo de AC de asfixia en ratón que no requiere el paso de RCP por compresión torácica. Este modelo permite el estudio de los cambios dinámicos en el flujo sanguíneo, la estructura vascular, los potenciales eléctricos y el oxígeno del tejido cerebral desde la línea de base pre-AC hasta la reperfusión post-CA temprana. Es importante destacar que este modelo se aplica a ratones envejecidos. Por lo tanto, se espera que este modelo de AC de ratón sea una herramienta crítica para descifrar el impacto de la AC en la fisiología cerebral.

Introduction

El paro cardíaco (AC) sigue siendo una crisis de salud pública mundial1. Más de 356,000 casos de AC fuera del hospital y 290,000 en el hospital se reportan anualmente solo en los EE. UU., y la mayoría de las víctimas de CA tienen más de 60 años. Cabe destacar que las alteraciones neurológicas post-AC son comunes entre los sobrevivientes, y representan un desafío importante para el manejo de la AC 2,3,4,5. Para comprender los cambios patológicos cerebrales post-AC y sus efectos en los resultados neurológicos, se han aplicado diversas técnicas de monitorización neurofisiológica y de tejido cerebral en pacientes 6,7,8,9,10,11,12. Utilizando espectroscopía de infrarrojo cercano, también se ha realizado un monitoreo cerebral en tiempo real en ratas CA para predecir resultados neurológicos13.

Sin embargo, en los modelos murinos de AC, este enfoque de imagen se ha complicado por la necesidad de compresiones torácicas para restaurar la circulación espontánea, lo que siempre implica un movimiento físico sustancial y, por lo tanto, dificulta los delicados procedimientos de imagen. Además, los modelos de AC se realizan normalmente con ratones en posición supina, mientras que los ratones deben girarse a la posición prona para muchas modalidades de imágenes cerebrales. Por lo tanto, en muchos casos se requiere un modelo de ratón con un movimiento corporal mínimo durante la cirugía para realizar imágenes/monitoreo en tiempo real del cerebro durante todo el procedimiento de AC, que abarca desde antes de la AC hasta después de la reanimación.

Anteriormente, Zhang et al. informaron de un modelo de CA de ratón que podría ser útil para la obtención de imágenescerebrales 14. En su modelo, la AC fue inducida por inyecciones en bolo de vecuronio y esmolol seguidas del cese de la ventilación mecánica. Demostraron que después de 5 min de AC, la reanimación se podía lograr mediante la infusión de una mezcla de reanimación. Sin embargo, cabe destacar que el paro circulatorio en su modelo se produjo sólo unos 10 segundos después de la inyección de esmolol. Por lo tanto, este modelo no recapitula la progresión de la AC inducida por asfixia en los pacientes, incluida la hipercapnia y la hipoxia tisular durante el período previo a la detención.

El objetivo general del procedimiento quirúrgico actual es modelar la asfixia clínica de la AC en ratones, seguida de la reanimación sin compresiones torácicas. Este modelo de AC, por lo tanto, permite el uso de técnicas de imagen complejas para estudiar la fisiología cerebral en ratones15.

Protocol

Todos los procedimientos descritos aquí se llevaron a cabo de acuerdo con las pautas de los Institutos Nacionales de Salud (NIH) para el cuidado y uso de animales en investigación, y el protocolo fue aprobado por el Comité de Cuidado y Uso de Animales del Instituto Duke (IACUC). Para el presente estudio se utilizaron ratones machos y hembras C57BL/6 de 8-10 semanas de edad. 1. Preparación quirúrgica Pese un mouse en una báscula digital y colóquelo en una caja …

Representative Results

Para inducir la AC, el ratón fue anestesiado con isoflurano al 1,5% y ventilado con nitrógeno al 100%. Esta afección condujo a una bradicardia severa en 45 s (Figura 1). Después de 2 minutos de anoxia, la frecuencia cardíaca se redujo drásticamente (Figura 2), la presión arterial disminuyó por debajo de 20 mmHg y el flujo sanguíneo cerebral cesó por completo (Figura 1). A medida que se apagaba el isoflurano, la temperatur…

Discussion

En estudios experimentales de AC, se ha utilizado asfixia, inyecciones de cloruro de potasio o fibrilación ventricular derivada de corriente eléctrica para inducir AC 16,17,18,19,20,21,22,23. Normalmente, se requiere RCP para la reanimación en estos mode…

Divulgations

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Los autores agradecen a Kathy Gage por su apoyo editorial. Este estudio contó con el apoyo de fondos del Departamento de Anestesiología (Centro Médico de la Universidad de Duke), una subvención de la American Heart Association (18CSA34080277) y subvenciones de los Institutos Nacionales de la Salud (NIH) (NS099590, HL157354, NS117973 y NS127163).

Materials

Adrenalin Par Pharmaceutical NDC 42023-159-01
Alcohol swabs BD 326895
Animal Bio Amp ADInstruments FE232
BP transducer ADInstruments MLT0699
Bridge Amp ADInstruments FE117
Heparin sodium injection, USP Fresenius Kabi NDC 63323-540-05
Isoflurane Covetrus NDC 11695-6777-2
Laser Doppler perfusion monitor Moor Instruments moorVMS-LDF1
Laser speckle imaging system RWD RFLSI III
Lubricant eye ointment Bausch + Lomb 339081
Micro clip Roboz RS-5431
Mouse rectal probe Physitemp RET-3
Needle electrode ADInstruments MLA1213 29 Ga, 1.5 mm socket
Nitrogen Airgas UN1066
Optic plastic fibre Moor Instruments POF500
Otoscope Welchallyn 728 2.5 mm Speculum
Oxygen Airgas UN1072
PE-10 tubing BD 427401 Polyethylene tubing
Povidone-iodine CVS 955338
PowerLab 8/35 ADInstruments
Rimadyl (carprofen) Zoetis 6100701 Injectable 50 mg/ml
Small animal ventilator Kent Scientific RoVent Jr.
Temperature controller Physitemp TCAT-2DF
Triple antibioric & pain relief CVS NDC 59770-823-56
Vaporizer RWD R583S
0.25% bupivacaine Hospira NDC 0409-1159-18
0.9% sodium chroride ICU Medical NDC 0990-7983-03
1 mL plastic syringe BD 309659
4-0 silk suture Look SP116 Black braided silk
6-0 nylon suture Ethilon 1698G
8.4% sodium bicarbonate Inj., USP Hospira NDC 0409-6625-02
20 G IV catheter BD 381534 20GA 1.6 IN
30 G PrecisionGlide needle BD 305106 30 G X 1/2

References

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Citer Cet Article
Li, R., Duan, W., Zhang, D., Hoffmann, U., Yao, J., Yang, W., Sheng, H. Mouse Cardiac Arrest Model for Brain Imaging and Brain Physiology Monitoring During Ischemia and Resuscitation. J. Vis. Exp. (194), e65340, doi:10.3791/65340 (2023).

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