Intratekal injektion av nyfödd mus för genomredigering och läkemedelstillförsel
Summary
Det nuvarande protokollet beskriver steg-för-steg-instruktioner för att utföra intratekala injektioner i neonatala möss för genredigering och läkemedelsleverans.
Abstract
Intratekal injektion är en vanlig procedur på både barn- och vuxenkliniker, som fungerar som ett effektivt sätt att administrera mediciner och behandlingar. Genom att direkt leverera läkemedel och behandlingar till cerebrospinalvätskan i centrala nervsystemet uppnår denna metod högre lokaliserade läkemedelskoncentrationer samtidigt som systemiska biverkningar minskar jämfört med andra vägar som intravenösa, subkutana eller intramuskulära injektioner. Dess betydelse sträcker sig bortom kliniska miljöer, eftersom intratekal injektion spelar en viktig roll i prekliniska studier som fokuserar på behandling av neurogenetiska störningar hos gnagare och andra stora djur, inklusive icke-mänskliga primater. Men trots dess utbredda tillämpning innebär intratekal injektion hos unga, särskilt neonatala valpar, betydande tekniska utmaningar på grund av deras ringa storlek och ömtåliga natur. Framgångsrik och tillförlitlig administrering av intratekala injektioner till nyfödda möss kräver noggrann uppmärksamhet på detaljer och noggrant övervägande av olika faktorer. Det finns därför ett stort behov av ett standardiserat protokoll som inte bara ger instruktioner utan också lyfter fram viktiga tekniska överväganden och god laboratoriepraxis för att säkerställa enhetliga förfaranden samt djurens säkerhet och välbefinnande.
För att möta detta ouppfyllda behov presenterar vi ett detaljerat och omfattande protokoll för att utföra intratekala injektioner specifikt på nyfödda valpar på postnatal dag 1 (P1). Genom att följa steg-för-steg-instruktionerna kan forskare med säkerhet utföra intratekala injektioner i neonatala valpar, vilket möjliggör korrekt leverans av läkemedel, antisense-oligos och virus för genersättning eller genomredigeringsbaserade behandlingar. Dessutom betonas vikten av att följa god laboratoriepraxis för att upprätthålla djurens välbefinnande och säkerställa tillförlitliga experimentella resultat. Detta protokoll syftar till att ta itu med de tekniska utmaningar som är förknippade med intratekala injektioner i neonatala möss, vilket i slutändan underlättar framsteg inom neurogenetisk forskning som syftar till att utveckla potentiella terapeutiska interventioner.
Introduction
Intratekal (IT) injektion är en vanlig klinisk procedur som används för att administrera mediciner, samla upp cerebrospinalvätska och upprätthålla intrakraniellt tryck hos både pediatriska och vuxna patienter på kliniker 1,2. Administrering av läkemedel via intratekal injektion är ett effektivt tillvägagångssätt för att öka läkemedelskoncentrationerna i centrala nervsystemet (CNS) samtidigt som den systemiska exponeringen minimeras. Följaktligen förbättrar denna metod terapeutisk effekt och minskar biverkningar, särskilt för temperaturkänsliga läkemedel och läkemedel med kort halveringstid3.
I prekliniska studier som testar nya läkemedel och behandlingar med hjälp av gnagarmodeller är det absolut nödvändigt att använda en tillförlitlig metod för läkemedelsadministrering som erbjuder större precision och reproducerbarhetav resultat 4,5. För prekliniska studier som utvärderar nya behandlingar för neurogenetiska och utvecklingsneurologiska funktionsnedsättningar är tidig behandling avgörande för initiala proof-of-concept-studier eftersom tidigare interventioner vanligtvis förutspås ge mer gynnsamma resultat 6,7,8.
Jämfört med konventionella intracerebroventrikulära (ICV) injektioner medför IT-injektioner betydligt lägre risker eftersom de undanröjer behovet av direkt penetration genom hjärnbarken. Denna fördel minskar avsevärt den potentiella skadan på regional kortikal vävnad och omgivande nerver. Dessutom möjliggör IT-injektioner minst en femfaldig ökning av den administrerbara volymen av läkemedel genom en enda injektion, vilket avsevärt förbättrar genomförbarheten av upprepade administreringar. Men på grund av den lilla storleken och ömtåligheten hos nyfödda möss är det tekniskt utmanande att utföra intratekala injektioner på nyfödda valpar och kräver specialiserade tekniker, utrustning och noggrann hantering.
Den här artikeln innehåller ett detaljerat protokoll med steg-för-steg-instruktioner för att utföra intratekala injektioner på P1 nyfödda valpar. De viktigaste övervägandena och god laboratoriepraxis betonas här för att säkerställa en konsekvent administrering och djurens säkerhet och välbefinnande under ingreppet. Genom att följa detta protokoll kan forskare tryggt utföra experiment med precision och reproducerbarhet samtidigt som eventuella risker eller obehag för djuren minimeras.
Protocol
Representative Results
Discussion
En steg-för-steg-procedur för intratekal injektion beskrivs hos neonatala möss (P1), vilket resulterar i en omfattande läkemedelsdistribution i deras hjärnor. I jämförelse med den vanliga intracerebroventrikulära injektionsmetoden för att leverera läkemedel till neonatala möss, som innebär att man genomborrar hjärnbarken11, undviker intratekal injektion direkt skada på den neonatala mushjärnan på grund av nålpenetration. På grund av minimal invasivitet kan intratekal injektion ut…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
XNL stöds av Foundation for Angelman Syndrome Therapeutic (FAST) Postdoctoral Fellowship. YHJ stöds också av FAST och NIH Grant R01HD110195 och R01MH117289.
Materials
| Balance | Ohaus Corporation | 30253017 | |
| C57BL/6J mice | The Jackson Laboratory | 000664 | |
| Digital Microscope | RWD | DOM-1001 | |
| DPBS | ThermoFisher | 14190144 | |
| Fast Green | Sigma | F7252-5G | |
| Heating pad | RWD | 69020 | |
| Needles | Hamilton | 6PK (34/0.375”/4/12DEG)S | |
| Syringe | Hamilton | 1702RN | |
| Syringe Filters | Sigma | SLGVM33RS |
References
- Hoy, S. M. Onasemnogene abeparvovec: first global approval. Drugs. 79 (11), 1255-1262 (2019).
- Ramos, D. M., et al. Age-dependent SMN expression in disease-relevant tissue and implications for SMA treatment. J Clin Invest. 129 (11), 4817-4831 (2019).
- Fedorova, E., Battini, L., Prakash-Cheng, A., Marras, D., Gusella, G. L. Lentiviral gene delivery to CNS by spinal intrathecal administration to neonatal mice. J Gene Med. 8 (4), 414-424 (2006).
- Dindot, S. V., et al. An ASO therapy for Angelman syndrome that targets an evolutionarily conserved region at the start of the UBE3A-AS transcript. Sci Transl Med. 15, eabf4077 (2023).
- Amanat, M., Nemeth, C. L., Fine, A. S., Leung, D. G., Fatemi, A. Antisense oligonucleotide therapy for the nervous system: from bench to bedside with emphasis on pediatric neurology. Pharmaceutics. 14 (11), 2389 (2022).
- Frangoul, H., et al. CRISPR-Cas9 gene editing for sickle cell disease and β-Thalassemia. N Engl J Med. 384, 252-260 (2021).
- Gillmore, J. D., et al. CRISPR-Cas9 in vivo gene editing for transthyretin amyloidosis. N Engl J Med. 385, 493-502 (2021).
- Krol, A., Feng, G. Windows of opportunity: timing in neurodevelopmental disorders. Curr Opin Neurobiol. 48, 59-63 (2018).
- Birg, T., et al. Brain temperature influences intracranial pressure and cerebral perfusion pressure after traumatic brain injury: A CENTER-TBI Study. Neurocrit Care. 35, 651-661 (2021).
- Rossi, S., Zanier, E. R., Mauri, I., Columbo, A., Stocchetti, N. Brain temperature, body core temperature, and intracranial pressure in acute cerebral damage. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 71 (4), 448-454 (2001).
- Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. J Vis Exp. 91, e51863 (2014).
- Petrou, P., Kassis, I., Yaghmour, N. E., Ginzberg, A., Karussis, D. A phase II clinical trial with repeated intrathecal injections of autologous mesenchymal stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Front Biosci (Landmark Ed). 26 (10), 693-706 (2021).
- Kroin, J. S., et al. The mechanisms of intracranial pressure modulation by epidural blood and other injectates in a postdural puncture rat model. Anesth Analg. 95 (2), 423-429 (2002).
- Møllgård, K., et al. A mesothelium divides the subarachnoid space into functional compartments. Science. 379 (6627), 84-88 (2023).
- Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PLoS One. 8, e67680 (2013).
- Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 160-107, 1-16 (2013).
