Мышиная внутрилегочная трансплантация трахеи: модель для исследования облитерирующего заболевания дыхательных путей после трансплантации легких
Summary
Мышиная модель внутрилегочной трансплантации трахеи (IPTT) ценна для изучения облитерирующей болезни дыхательных путей (ОАД) после трансплантации легких. Он дает представление о легоспецифическом иммунологическом и ангиогенной поведении при облитерации дыхательных путей после аллотрансплантации с высокой воспроизводимостью. В этой статье мы опишем процедуру IPTT и ее ожидаемые результаты.
Abstract
Мышиная внутрилегочная трансплантация трахеи (IPTT) используется в качестве модели облитерирующей болезни дыхательных путей (ОАД) после трансплантации легких. Эта модель, о которой первоначально сообщила наша команда, получила широкое распространение в изучении ОАД благодаря своей высокой технической воспроизводимости и пригодности для исследования иммунологического поведения и терапевтических вмешательств.
В модели IPTT трахейный трансплантат грызуна вводится непосредственно в легкое реципиента через плевру. Эта модель отличается от модели гетеротопической трансплантации трахеи (HTT), в которой трансплантаты трансплантаты трансплантируются в подкожные или сальниковые участки, и от модели ортотопической трансплантации трахеи (OTT), в которой донорская трахея заменяет трахею реципиента.
Успешная реализация модели IPTT требует продвинутых анестезиологических и хирургических навыков. Навыки анестезиолога включают эндотрахеальную интубацию реципиента, настройку соответствующих параметров вентиляции легких и адекватное время экстубации после восстановления после анестезии. Хирургические навыки необходимы для точного размещения трансплантата в легком и для обеспечения эффективной герметизации висцеральной плевры для предотвращения утечки воздуха и кровотечения. В целом, процесс обучения занимает примерно 2 месяца.
В отличие от моделей HTT и OTT, в модели IPTT в дыхательных путях аллотрансплантата развивается облитерация дыхательных путей в соответствующем микроокружении легких. Это позволяет изучать легоспецифические иммунологические и ангиогенные процессы, участвующие в облитерации дыхательных путей после трансплантации легких. Кроме того, эта модель уникальна еще и тем, что в ней присутствуют третичные лимфоидные органы (TLO), которые также наблюдаются в аллотрансплантатах легких человека. ТЛО состоят из популяций Т- и В-клеток и характеризуются наличием высоких эндотелиальных венул, которые направляют рекрутирование иммунных клеток; Следовательно, они, вероятно, будут играть решающую роль в принятии и отторжении трансплантата. Сделан вывод о том, что модель IPTT является полезным инструментом для изучения внутрилегочных иммунных и профибротических путей, участвующих в развитии облитерации дыхательных путей в аллотрансплантате легкого.
Introduction
Трансплантация легких зарекомендовала себя как эффективный метод лечения пациентов с терминальной стадией респираторных заболеваний. Тем не менее, средняя выживаемость реципиентов трансплантата легких человека составляет всего около 6 лет, при этом развитие облитерирующего бронхиолита (ОБВ), типа обструктивной болезни дыхательных путей (ОАД), является основной причиной смерти после первого года послетрансплантации1.
Для исследования механизма, лежащего в основе ОАД, было использовано несколько моделей на животных. Одной из таких моделей является гетеротопическая трансплантация трахеи (HTT) модель2. В этой модели трахеальные трансплантаты имплантируются в подкожную клетчатку или сальник реципиента. Происходит индуцированная ишемией потеря эпителиальных клеток трахеального трансплантата с последующей аллореактивной инфильтрацией лимфоцитов и апоптозом донорских эпителиальных клеток. Фибробласты и миофибробласты мигрируют вокруг трахеи, образуя внеклеточный матрикс. Наконец, происходит полная фиброзная облитерация просвета дыхательных путей. Модель HTT технически проста, обеспечивает среду in vivo и обеспечивает высокую воспроизводимость.
Другой моделью для изучения ОАД является модель ортотопической трансплантации трахеи крысы (ОТТ), в которой трахеальные трансплантаты вводятся в трахею реципиента для поддержания физиологической вентиляции3. В этой модели индуцированное ишемией истощение донорских эпителиальных клеток приводит к их замещению эпителиальными клетками реципиента в трахее, образуя необструкцию дыхательных путей, сопровождающуюся умеренным фиброзом. Несмотря на то, что эти модели внесли свой вклад в понимание облитерации дыхательных путей после трансплантации легких, они имеют ограничения с точки зрения рекапитуляции микроокружения легочной паренхимы.
Наша исследовательская группа представила модель внутрилегочной трансплантации трахеи крысы (IPTT), при которой трахейные трансплантаты имплантируются в легкое реципиента4 (рис. 1). Модель IPTT демонстрирует фиброзную облитерацию просвета дыхательных путей, происходящую в микроокружении легких. Кроме того, он был успешно применен к мышам, которые технически более сложны, чем крысы IPTT 5,6,7,8,9,10. Эта адаптация мышиной модели IPTT позволила нам глубже углубиться в сложные детали иммунологической среды легких ОАД после трансплантации легких с использованием трансгенных мышей.
Модель IPTT обладает некоторыми уникальными особенностями. Одним из них является неоангиогенез, который облегчается легочным кровообращением и играет решающую роль в облитерации дыхательных путей 4,10. Кроме того, в модели IPTT выявлены лимфоидные агрегаты, некоторые из которых имеют высокие эндотелиальные венулы, экспрессирующие адрес периферических узлов, что указывает на то, что они являются третичными лимфоидными органами (TLO)7,8. ТЛО напоминают лимфатические узлы и состоят из Т-клеток, В-клеток и, зачастую, зародышевого центра, сопровождаемого фолликулярными дендритными клетками11,12. ТЛО были зарегистрированы при различных хронических воспалительных заболеваниях, включая облитерацию дыхательных путей, что делает модель IPTT подходящей для изучения роли ТЛО в облитерации дыхательных путей 7,8,11,12,13. В данной статье представлена методология мышиной модели IPTT с целью ознакомления исследователей с этой моделью и содействия дальнейшим исследованиям облитерации дыхательных путей после трансплантации легких.
Protocol
Representative Results
Discussion
Процедура IPTT на мышах включает в себя важнейшие этапы. Что касается анестезии, то первым важным этапом является эндотрахеальная интубация. Важно держать мышь на соответствующей высоте, положив ноги на стол, чтобы визуализировать голосовые связки и облегчить немедленную интубацию. Кро?…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Авторы выражают благодарность Джерому Валеро (Jerome Valero) за редактирование данной рукописи. Рисунки 1 и 3I,J,L были созданы с помощью BioRender.com.
Materials
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt – 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
