Intrapulmonell trakealtransplantation i Murin: En modell för att undersöka obliterativ luftvägssjukdom efter lungtransplantation
Summary
Den murina intrapulmonella trakealtransplantationsmodellen (IPTT) är värdefull för att studera obliterativ luftvägssjukdom (OAD) efter lungtransplantation. Den ger insikter i lungspecifikt immunologiskt och angiogent beteende vid luftvägsutplåning efter allotransplantation med hög reproducerbarhet. Här beskriver vi IPTT-proceduren och dess förväntade resultat.
Abstract
Intrapulmonell trakealtransplantation (IPTT) används som modell för obliterativ luftvägssjukdom (OAD) efter lungtransplantation. Denna modell, som ursprungligen rapporterades av vårt team, har fått användning i studien av OAD på grund av dess höga tekniska reproducerbarhet och lämplighet för att undersöka immunologiska beteenden och terapeutiska interventioner.
I IPTT-modellen förs ett trakealtransplantat från gnagare direkt in i mottagarens lunga genom lungsäcken. Denna modell skiljer sig från den heterotopiska trakealtransplantationsmodellen (HTT), där transplantat transplanteras till subkutana eller omentala platser, och från den ortotopiska trakealtransplantationsmodellen (OTT) där donatorns luftstrupe ersätter mottagarens luftstrupe.
En framgångsrik implementering av IPTT-modellen kräver avancerade anestesi- och kirurgiska färdigheter. Anestesifärdigheter inkluderar endotrakeal intubation av mottagaren, inställning av lämpliga ventilationsparametrar och lämpligt tidsinställd extubation efter återhämtning från anestesi. Kirurgiska färdigheter är avgörande för exakt transplantatplacering i lungan och för att säkerställa effektiv försegling av den viscerala lungsäcken för att förhindra luftläckage och blödning. I allmänhet tar inlärningsprocessen cirka 2 månader.
Till skillnad från HTT- och OTT-modellerna utvecklar allograftluftvägen i IPTT-modellen luftvägsutplåning i den relevanta lungmikromiljön. Detta gör det möjligt för forskare att studera lungspecifika immunologiska och angiogena processer som är involverade i luftvägsutplåning efter lungtransplantation. Dessutom är denna modell också unik genom att den uppvisar tertiära lymfoida organ (TLO), som också ses i humana lungtransplantat. TLO:er består av T- och B-cellspopulationer och kännetecknas av närvaron av höga endotelvenoler som styr rekryteringen av immunceller; Därför kommer de sannolikt att spela en avgörande roll för acceptans och avstötning av transplantat. Vi drar slutsatsen att IPTT-modellen är ett användbart verktyg för att studera intrapulmonella immun- och profibrotiska vägar som är involverade i utvecklingen av luftvägsutplåning i lungtransplantationstransplantatet.
Introduction
Lungtransplantation har etablerats som en effektiv behandling för patienter med luftvägssjukdomar i slutstadiet. Medianöverlevnaden för patienter som genomgått lungtransplantation är dock endast cirka 6 år, och utvecklingen av obliterativ bronkiolit (OB), en typ av obstruktiv luftvägssjukdom (OAD), är en vanlig dödsorsak efter det första året efter transplantationen1.
Flera djurmodeller har använts för att undersöka mekanismen bakom OAD. En sådan modell är den heterotopiska trakealtransplantationen (HTT) modell2. I denna modell implanteras trakealtransplantat i mottagarens subkutana vävnad eller omentum. Ischemi-inducerad förlust av trakealtransplantepitelceller förekommer, följt av alloreaktiv lymfocytinfiltration och apoptos av donatorepitelceller. Fibroblaster och myofibroblaster vandrar runt i luftstrupen och producerar en extracellulär matris. Slutligen sker fullständig fibrös utplåning av luftväglumen. HTT-modellen är tekniskt enkel, ger en in vivo-miljö och erbjuder hög reproducerbarhet.
En annan modell för att studera OAD är den ortotopiska trakealtransplantationsmodellen (OTT) på råtta, där trakealtransplantat placeras in i mottagarens luftstrupe för att upprätthålla fysiologiskventilation. I denna modell resulterar ischemi-inducerad utarmning av donatorepitelceller i att de ersätts av mottagarepitelceller i luftstrupen, vilket bildar en fri luftväg åtföljd av måttlig fibros. Även om dessa modeller har bidragit till förståelsen av luftvägsutplåning efter lungtransplantation, har de begränsningar när det gäller rekapitulation av lungparenkymala mikromiljön.
Vår forskargrupp introducerade modellen för intrapulmonell trakealtransplantation på råtta (IPTT), där trakealtransplantat implanteras i mottagarlungan4 (Figur 1). IPTT-modellen uppvisar fibrös utplåning av luftvägslumen som sker i lungans mikromiljö. Dessutom har det framgångsrikt tillämpats på möss som är tekniskt mer utmanande än råtta IPTT 5,6,7,8,9,10. Denna anpassning av den murina IPTT-modellen gjorde det möjligt för oss att fördjupa oss i de intrikata detaljerna i den lungimmunologiska miljön vid OAD efter lungtransplantation med hjälp av transgena möss.
IPTT-modellen har några unika egenskaper. En är neoangiogenes, som underlättas av lungcirkulationen och spelar en avgörande roll vid luftvägsutplåning. Dessutom uppvisar IPTT-modellen lymfoida aggregat, av vilka några har höga endotelvenoler som uttrycker perifera nodadresser, vilket indikerar att de är tertiära lymfoida organ (TLO)7,8. TLO:er liknar lymfkörtlar och består av T-celler, B-celler och ofta ett germinalt centrum tillsammans med follikulära dendritiska celler11,12. TLO:er har rapporterats vid olika kroniska inflammatoriska sjukdomar, inklusive luftvägsobliteration, vilket gör IPTT-modellen lämplig för att undersöka TLO:s roll i luftvägsutplåning 7,8,11,12,13. Denna artikel presenterar metodiken för den murina IPTT-modellen, med målet att göra forskare bekanta med denna modell och underlätta ytterligare undersökningar av luftvägsutplåning efter lungtransplantation.
Protocol
Representative Results
Discussion
Den murina IPTT-proceduren innehåller kritiska steg. När det gäller anestesi är det första avgörande steget endotrakeal intubation. Det är viktigt att hålla musen i lämplig höjd med benen på bordet för att visualisera stämbanden och underlätta omedelbar intubation. Dessutom är noggrann justering av andningsvolymen och det positiva slutexpiratoriska trycket (PEEP) nödvändigt. Vanligtvis räcker det med en andningsvolym på 500 μL och en PEEP på 2cmH2O för möss som väger 25-30 g. Möss med …
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Författarna vill tacka Jerome Valero för redigeringen av detta manuskript. Figur 1 och figur 3I,J,L skapades med BioRender.com.
Materials
| BALB/cJ | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Donor |
| BD 1 mL Syringe | Becton Dickinson | 309659 | |
| BD PrecisionGlide Needle Aiguile BD PrecisionGlide |
Becton Dickinson | 305122 | |
| Bovie Change-A-Tip Deluxe High-Temperture | Bovie | DEL1 | |
| C57BL/6J | The Jackson Laboratory | 8-10 weeks 25-30 g | Male, Recipient |
| Dumont #5/45 Forceps | F·S·T | 11251-35 | |
| Ethicon Ligaclip Multiple -Clip Appliers- | Ethicon | LX107 | |
| Extra Fine Graefe Forceps | F·S·T | 11150-10 | |
| Glover Bulldog Clamp | Integra | 320-127 | |
| Halsted-Mosquito Hemostats | F·S·T | 13009-12 | |
| Horizon Titanium Ligating Clips | Teleflex | 001201 | |
| Leica M651 Manual surgical microscope for microsurgical procedures | Leica | ||
| Magnetix Fixator with spring lock | CD+ LABS | ACD-001 | |
| Microsurgical Scissor | Jarit | 277-051 | |
| Mouse and Perinatal Rat Ventilator Model 687 | Harvard | 55-0001 | |
| Perfadex Plus | XVIVO | 19850 | |
| Retractor Tip Blunt – 2.5 mm | CD+ LABS | ACD-011 | |
| small animal table | CD+ LABS | ACD-003 | |
| Surgipro Blue 24" CV-1 Taper, Double Armed | Covidien | VP702X | |
| Systane ointment | Alconn | 1444062 | |
| System Elastomer | CD+ LABS | ACD-007 | |
| Terumo Surflo IV Catheter, 20 G x 1 in | Terumo Medical Corporation | SR-OX2025CA | |
| VMT table Top | benson | 91803300 |
References
- Chambers, D. C., et al. The International Thoracic Organ Transplant Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; Focus theme: Multiorgan Transplantation. J Heart Lung Transplant. 37 (10), 1169-1183 (2018).
- Hertz, M. I., Jessurun, J., King, M. B., Savik, S. K., Murray, J. J. Reproduction of the obliterative bronchiolitis lesion after heterotopic transplantation of mouse airways. American J Pathol. 142 (6), 1945-1951 (1993).
- Ikonen, T. S., Brazelton, T. R., Berry, G. J., Shorthouse, R. S., Morris, R. E. Epithelial re-growth is associated with inhibition of obliterative airway disease in orthotopic tracheal allografts in non-immunosuppressed rats. Transplantation. 70 (6), 857 (2000).
- Dutly, A. E., et al. A novel model for post-transplant obliterative airway disease reveals angiogenesis from the pulmonary circulation. Am J Transplant. 5 (2), 248-254 (2005).
- Wagnetz, D., et al. Rejection of tracheal allograft by intrapulmonary lymphoid neogenesis in the absence of secondary lymphoid organs. Transplantation. 93 (12), 1212-1220 (2012).
- Hirayama, S., et al. Local long-term expression of lentivirally delivered IL-10 in the lung attenuates obliteration of intrapulmonary allograft airways. Hum Gene Ther. 22 (11), 1453-1460 (2011).
- Watanabe, T., et al. Recipient bone marrow-derived IL-17 receptor A-positive cells drive allograft fibrosis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Transpl Immunol. 69, 101467 (2021).
- Matsuda, Y., et al. Spleen tyrosine kinase modulates fibrous airway obliteration and associated lymphoid neogenesis after transplantation. Am J Transplant. 16 (1), 342-352 (2016).
- Suzuki, Y., et al. Effect of CTLA4-Ig on Obliterative bronchiolitis in a mouse intrapulmonary tracheal transplantation model. Ann Thorac Cardiovasc Surg. 27 (6), 355-365 (2021).
- Watanabe, T., et al. A potent anti-angiogenic factor, vasohibin-1, ameliorates experimental bronchiolitis obliterans. Transplant Proc. 44 (4), 1155-1157 (2012).
- Aloisi, F., Pujol-Borrell, R. Lymphoid neogenesis in chronic inflammatory diseases. Nat Rev Immunol. 6 (3), 205-217 (2006).
- Cupedo, T., Jansen, W., Kraal, G., Mebius, R. E. Induction of secondary and tertiary lymphoid structures in the skin. Immunity. 21 (5), 655-667 (2004).
- Sato, M., et al. The role of intrapulmonary de novo lymphoid tissue in obliterative bronchiolitis after lung transplantation. J Immunol. 182 (11), 7307-7316 (2009).
- Okazaki, M., et al. Maintenance of airway epithelium in acutely rejection orthotopic vascularized mouse lung transplants. A J Resp Cell Mol Biol. 37 (6), 625-630 (2007).
- Yamada, Y., et al. Chronic airway fibrosis in orthotopic mouse lung transplantation models-an experimental reappraisal. Transplantation. 102 (2), e49-e58 (2018).
- Watanabe, T., et al. A B cell-dependent pathway drives chronic lung allograft rejection after ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Transplant. 19 (12), 3377-3389 (2019).
- Guo, Y., et al. Vendor-specific microbiome controls both acute and chronic murine lung allograft rejection by altering CD4+Foxp3+ regulatory T cell levels. Am J Transplant. 19 (10), 2705-2718 (2019).
