Registro de bases: una técnica para analizar las respuestas de las neuronas gustativas en Drosophila
Summary
Un método de registro electrofisiológico poco utilizado, el registro de base, permite el análisis de las características de la codificación del gusto que no pueden ser examinadas por los métodos convencionales de registro. El registro de la base también permite el análisis de las respuestas gustativas a estímulos hidrofóbicos que no pueden estudiarse con los métodos electrofisiológicos tradicionales.
Abstract
Los insectos saborean el mundo exterior a través de pelos gustativos, o sensilla, que tienen poros en sus puntas. Cuando un sensillum entra en contacto con una fuente potencial de alimento, los compuestos de la fuente de alimento entran a través del poro y activan las neuronas internas. Durante más de 50 años, estas respuestas se han registrado utilizando una técnica llamada registro de propinas. Sin embargo, este método tiene limitaciones importantes, incluida la incapacidad de medir la actividad neuronal antes o después del contacto con el estímulo y el requisito de que los saborantes sean solubles en soluciones acuosas. Describimos aquí una técnica que denominamos grabación base, que supera estas limitaciones. El registro de bases permite medir la actividad de las neuronas gustativas antes, durante y después del estímulo. Por lo tanto, permite un análisis exhaustivo de las respuestas OFF que ocurren después de un estímulo gustativo. Se puede utilizar para estudiar compuestos hidrofóbicos como las feromonas de cadena larga que tienen una solubilidad muy baja en agua. En resumen, el registro de bases ofrece las ventajas de la electrofisiología de un solo sensillum como medio para medir la actividad neuronal (alta resolución espacial y temporal, sin necesidad de herramientas genéticas) y supera las limitaciones clave de la técnica tradicional de registro de puntas.
Introduction
Los insectos, incluidas las moscas drosófilas, están dotados de un sofisticado sistema de sabor que les permite extraer información química compleja de su entorno. Este sistema les permite discernir la composición química de diversas sustancias, distinguiendo entre las que son nutritivas y las que son dañinas 1,2.
En el núcleo de este sistema se encuentran estructuras especializadas conocidas como pelos gustativos o sensilla, ubicadas estratégicamente en varias partes del cuerpo. En las moscas drosófilas, estas sensilas se encuentran en el labelo, que es el principal órgano gustativo de la cabeza de la mosca 1,2,3,4, así como en las patas y alas 1,2,5,6. El labelo se encuentra en la punta de la probóscide y contiene dos lóbulos 4,7,8. Cada lóbulo está cubierto con 31 sensillas gustativas categorizadas como cortas, largas e intermedias 4,7,8. Cada uno de estos sensilla alberga de 2 a 4 neuronas gustativas 1,2,9,10. Estas neuronas gustativas expresan miembros de al menos cuatro familias de genes diferentes, a saber, los genes receptor gustativo (Gr), receptor ionotrópico (Ir), carterista (Ppk) y receptor de potencial transitorio (Trp) 1,2,11,12,13. Esta diversidad de receptores y canales dota a los insectos de la capacidad de reconocer una amplia gama de compuestos químicos, incluyendo tanto las señales no volátiles como las volátiles 1,2,14.
Durante más de 50 años, los científicos han cuantificado la respuesta de las neuronas gustativas y sus receptores utilizando una técnica llamada registro de puntas 3,4,6,8,13,15,16,17,18,19,20,21,22,23,24 ,25,26,27,28,
29,30,31,32,33,34,35. Sin embargo, este método tiene importantes limitaciones. En primer lugar, la actividad neuronal sólo puede medirse durante el contacto con el estímulo, y no antes o después del contacto. Esta limitación impide la medición de la actividad de aumento espontáneo e impide la medición de las respuestas OFF. En segundo lugar, solo se pueden probar los saborizantes que son solubles en soluciones acuosas.
Estas limitaciones pueden superarse mediante una técnica electrofisiológica alternativa poco utilizada llamada “registro base”. Aquí describimos esta técnica, que hemos adaptado de un método utilizado por Marion-Poll y sus colegas24, y mostramos las características cruciales de codificación del sabor que ahora puede medir convenientemente14.
Protocol
Representative Results
Discussion
En las grabaciones de algunos tipos de sensilla, puede ser difícil diferenciar los picos de las diferentes neuronas. Por ejemplo, las neuronas de azúcar y las neuronas mecanosensoriales de las sensillas S e I producen picos de amplitudes similares, lo que dificulta su distinción 4,14. Encontramos que el uso de un electrodo registrador de tungsteno muy afilado reduce la activación de la neurona mecanosensorial, al igual que la colocación juiciosa del electrod…
Divulgations
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Agradecemos a Zina Berman por su apoyo, a Lisa Baik por sus comentarios sobre el manuscrito y a otros miembros del laboratorio Carlson por su discusión. Este trabajo fue apoyado por la subvención K01 de los NIH DC020145 a H.K.M.D; y los NIH otorgan R01 DC02174, R01 DC04729 y R01 DC011697 a J.R.C.
Materials
| Microscope | Olympus | BX51WI | equipped with a 50X objective (LMPLFLN 50X, Olympus) and 10X eyepieces. |
| Antivibration Table | TMC | 63-7590E | |
| motorized Micromanipulators | Harvard Apparatus and Märzhäuser Micromanipulators | Micromanipulator PM 10 Piezo Micromanipulator | |
| manual Micromanipulators | Märzhäuser Micromanipulators | MM33 Micromanipulator | |
| Magnetic stands | ENCO | Model #625-0930 | |
| Reference and recording Electrode Holder | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Stimulus glass capillary Holder | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Universal Single Ended Probe | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| 4-CHANNEL USB ACQUISITION CONTROLLER , IDAC-4 | Ockenfels Syntech GmbH | ||
| Stimulus Controllers | Ockenfels Syntech GmbH | Stimulus Controller CS 55 | |
| Personal Computer | Dell | Vostro | Check for compatibility with digital acquisition system and software |
| Tungsten Rod | A-M Systems | Cat#716000 | |
| Aluminum Foil and/or Faraday Cage | Electromagnetic noise shielding | ||
| Borosilicate Glass Capillaries | World Precision Instruments | 1B100F-4 | |
| Pipette Puller | Sutter Instrument Company | Model P-97 Flaming/Brown Micropipette Puller | |
| Stereomicroscope | Olympus | VMZ 1x-4x | For fly preparation |
| p200 Pipette Tips | Generic | ||
| Microloader tips | Eppendorf | E5242956003 | |
| 1 ml Syringe | Generic | ||
| Crocodile clips | |||
| Power Transformers | STACO ENERGY PRODUCTS | STACO 3PN221B | Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh |
| Modeling Clay | Generic | ||
| Forceps | Generic | ||
| Plastic Tubing | Saint Gobain | Tygon S3™ E-3603 | |
| Standard culture vials | Archon Scientific | Narrow 1-oz polystyrene vails, each with 10 mL of glucose medium, preloaded with cellulose acetate plugs | |
| Berberine chloride (BER) | Sigma-Aldrich | Cat# Y0001149 | |
| Denatonium benzoate (DEN) | Sigma-Aldrich | Cat# D5765 | |
| N,N-Diethyl-m- toluamide (DEET) | Sigma-Aldrich | Cat# 36542 |
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