Name: Intubation endotrachéale chez des souris Par Laryngoscopie directe en utilisant un otoscope (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 58 s
Description: Apprenez l'intubation endotrachéale chez la souris par laryngoscopie directe avec un otoscope. Cette technique atraumatique permet des mesures répétées en expérimentation chronique et offre une alternative fiable à la trachéotomie.

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Une subvention de mérite du ministère des Anciens combattants et une subvention T32-HL098062 du NHLBI des Instituts nationaux de la santé pris en charge ce travail. Nous tenons à remercier sincèrement les conseils de Randolph H. Hasting, MD, Ph.D. et les conseils et le soutien de l&#39;Unité des médecins vétérinaires du Système de Santé de VA San Diego.

Une. Préparation des animaux <ol><li> Obtenir des souris qui sont plus âgés de 8 semaines et plus de 20 g (souris plus petites peuvent être intubés par un expert). </li><li> Anesthésie <ol><li> Injecter les souris avec 20 mg / kg, chacune, de la kétamine et de la xylazine par voie intrapéritonéale comme un pré-anesthésique. (Cette dose est insuffisante pour anesthésier complètement la souris, mais facilite le transfert, après l&#39;intubation, ventilation mécanique). Cependant, un ajustement de la posologie peut être nécessaire en fonction de la réponse anesthésique en consultation avec le vétérinaire institutionnel.) </li><li> Induire une anesthésie chez les souris avec 3,5% d&#39;isoflurane / oxygène dans une chambre d&#39;induction de 90 à 120 sec. </li><li> Observez attentivement la fréquence respiratoire. Il devrait ralentir progressivement à pas moins de 45 bpm. </li></ol></li></ol> 2. Préparation pour intubation <ol><li> Débranchez la souris de la chambre d&#39;induction et nuque bien. </li><li> Utilisez une pince fine coussins à gentment étendre la langue de la bouche. </li><li> Maintenir l&#39;extension de la langue en maintenant la langue entre deux doigts et appliquer une force douce. </li><li> Tirez la souris sur le spéculum de l&#39;otoscope avec un mouvement vertical. </li><li> Regardez à travers l&#39;oculaire de l&#39;otoscope tout gommante étroitement et tirez la souris doucement par la langue et la nuque. </li><li> Regardez attentivement pour les cordes vocales. Ils doivent être facilement accessibles à l&#39;heure actuelle. Le aditus de laryngis (la structure de l&#39;ouverture du larynx) devrait paraître relativement blanc. Il devrait y avoir mouvement des cordes à chaque respiration. Si les cordons ne se déplacent pas ou sont mal visualisés, tourner l&#39;animal légèrement et doucement le cou en hyperextension. </li><li> Avec la main dominante, tenez le 20 G, 1 dans le cathéter, d&#39;une longueur de 1 cm de la tubulure PE10 s&#39;étendant à travers l&#39;extrémité du cathéter, comme un crayon et insérez-le dans le côté du spéculum. Le tube PE sert un stylet ou bougie. </li><li> Diriger le tubi de PE10ng (stylet) à travers les cordes vocales et de faire avancer le cathéter 20 G (tube endotrachéale) sur le tube PE jusqu&#39;à ce que le moyeu est au niveau de l&#39;incisive inférieure. Retirer rapidement ce stylet. </li><li> Prendre doucement l&#39;animal hors du spéculum et vérifier l&#39;emplacement du tube en plaçant l&#39;animal sur un ventilateur mécanique continue de 2% d&#39;isoflurane pour maintenir l&#39;anesthésie générale tout au long de l&#39;expérience. Visualisez l&#39;air expiré (bulles) en passant par un piège PEEP pour confirmer l&#39;intubation. Bien que l&#39;intubation oesophagienne peut entraîner quelques bulles, il ne sera pas aussi prononcé ou compatible avec intubation endotrachéale. En outre, observer un tracé de pression des voies aériennes pour les déviations négatives (figure 1). Ceux-ci confirment le positionnement correct du tube. Sinon, placez une petite quantité d&#39;eau dans la tubulure IV et le connecter à la sonde endotrachéale. Vérification de mouvement vers et à partir de la souris avec la respiration 2. Dans le cas d&#39;intubation oesophagienne, la pression traçage va révéler des pressions beaucoup plus élevées et aucun déviations négatives. Bien-expiratoire de CO 2 serait utile, techniquement ce serait très difficile compte tenu des faibles volumes courants (~ 200 pi) et l&#39;équipement pour le faire serait très coûteux. Les techniques simples décrites sont tout à fait suffisante et beaucoup moins cher. Si l&#39;isoflurane n&#39;est pas disponible, toutes les procédures peuvent être menées à l&#39;aide de la kétamine 80-120 mg / kg en association avec la xylazine 10-20 mg / kg pour l&#39;anesthésie générale. </li></ol> 3. Alternative Technique: Direct Laryngoscopie avec la technique otoscope est facilement utilisés à d&#39;autres fins, principalement pour instillation directe de substances d&#39;étude dans le poumon. <ol><li> Induire une anesthésie chez les animaux avec de l&#39;isoflurane seul pour cette procédure à 3,5% pour 90 à 120 secondes dans la chambre d&#39;induction. </li><li> Scruff l&#39;animal étroitement à la base du crâne et étendre délicatement la langueavec des pinces fines. </li><li> Tenant doucement la langue, tirez-le vers le haut sur le spéculum (non modifié) jusqu&#39;à ce que l&#39;animal ne peut pas être tiré vers le haut encore. </li><li> Les cordes vocales peuvent être visualisées le plus souvent par cette seule technique, mais tournent l&#39;animal et l&#39;hyper-extension du cou pour les mettre en pleine vue. </li><li> Avancer d&#39;une pipette gel chargement contenant l&#39;instillation de la glotte et instiller le liquide. Parce que le spéculum forme une jonction avec l&#39;hypopharynx la souris aspirer tout liquide résiduel qui ne passe pas à travers les cordes. Ceci est facilement contrôlée par le rhonchorous sons de la souris fait maintenant quand la respiration jusqu&#39;à ce que le fluide est distribué entièrement dans les poumons. </li><li> En variante, un tube PE10 connecter à une seringue de 0,5 ml contenant 50 ul de fluide avec un bol d&#39;air derrière le liquide. Avancer le tube PE attentivement les cordes vocales pour 0,5 cm et décharger le contenu dans les voies respiratoires lentement. Cependant, traumatisme occasionnel voies respiratoires inférieures u se produitchanter cette technique sans une meilleure prestation de l&#39;échantillon. </li></ol>

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</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils n&#39;ont aucun intérêt financier concurrents.

Dans ce rapport, nous décrivons une technique simple et fiable pour intuber les souris qui est non traumatique et peuvent être utilisés à plusieurs reprises dans le même animal. Cette technique peut être réalisée avec une simple laboratoire ou équipements médicaux qui peuvent être achetés pour une somme modique. La technique de laryngoscopie directe, à l&#39;origine par Hastings et collaborateurs 4, peut également être utilisé pour une variété de buts, mais principalement pour délivrer avec précision les subs...

La souris de laboratoire a supplanté presque toutes les espèces comme le principal modèle mammifère de la biologie et pathobiology. La souris de laboratoire est la plus petite espèce de mammifère qui a été clairement et largement montré pour être de valeur comme un modèle de la maladie humaine et s&#39;est avérée inestimable pour les progrès de notre compréhension de la biologie humaine et la maladie. Le temps de gestation courte et le coût nettement plus faible a permis le développement et l&#39;étude de souris transgéniques nulles et comme un outil banal dans la recherche biomédicale. Toutefois, la taille de la souris de laboratoire moyenne (20-25 g) a limité leur étude dans des études à base physiologique ou chirurgicalement et, par conséquent, certains chercheurs étudient les espèces de mammifères plus grands. Un obstacle à l&#39;utilisation de la souris dans ces études est la difficulté rencontrée avec les techniques d&#39;intubation qui permettraient des mesures physiologiques ou des interventions chirurgicales importantes sous anesthésie profonde. Trachéotomie 1 a été utilisé comme une norme technique la place de l&#39;intubation en raison de la plus grande facilité d&#39;exécution de cette technique et modeste compétence requis. Cependant, la trachéotomie n&#39;est pas propice à des études chroniques ou de récupération chirurgie; ainsi, il est limité à des expériences aiguës. Trachéotomie peut aussi être un facteur de confusion dans la recherche dans laquelle l&#39;inflammation ou réflexes physiologiques sensibles sont importants. Notre laboratoire a essayé la plupart des techniques décrites par d&#39;autres chercheurs et les a trouvés insuffisants pour une variété de raisons. Trachéotomie est trop traumatisant et induit des saignements et l&#39;inflammation des voies respiratoires. Beaucoup plus problématique est qu&#39;il peut ne pas être faisable répété. Beaucoup de techniques non invasives relativement exigeant un investissement modeste dans les équipements ne sont pas suffisamment fiables. D&#39;autres techniques nécessitent des équipements coûteux qui est difficile à justifier sans savoir si l&#39;équipement fonctionne dans une application spécifique. Ainsi, nous avons cherché à développer une technique non traumatique nécessitant pas plus than un investissement modeste dans l&#39;équipement spécialisé, pourrait être réalisé rapidement et de manière fiable, pourrait être répétée dans les modèles chroniques, et pourrait être utilisé dans un grand nombre d&#39;animaux. Nous rapportons ici une telle technique.

<table><tbody><tr><td>Tête d’otoscope de commande</td><td>Welch Allyn</td><td>21700</td><td>$188.98</td></tr><tr><td>Poignée d’otoscope</td><td>Welch Allyn</td><td>71000</td><td>$112.20</td></tr><tr><td>Spéculum réutilisable</td><td>Welch Allyn</td><td>22002</td><td>$3.98</td></tr><tr><td>Pince</td><td>fine Miltex</td><td>18-779</td><td>$107.18</td></tr><tr><td>Petit support de pince pour tenir l’otoscope</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Vaporisateur d’isoflurane (circuit multiple avec traitement des gaz résiduaires sous vide)</td><td>Summit Medical3</td><td></td> <td>000 $</td></tr><tr><td>Flexivent (ventilateur pour animaux)</td><td>SCIREQ35</td><td></td> <td>000 $</td></tr><tr><td>Cathéter intraveineux (20 g, 1 po)</td><td>BD</td><td>381233</td> <td>9,62 $</td></tr><tr><td>Tube en polyéthylène (PE10) (0,011 po de diamètre intérieur, 0,024 po de diamètre extérieur) 100 pi</td><td>Intramedic, Clay-Adams</td><td>427401</td> <td>115,70 $10,70</td></tr><tr><td>Kétamine 100 mg/ml (10 flacon ml)</td><td>Butler</td><td>23061</td><td>$10.00</td></tr><tr><td>Xylazine (flacon de 100 ml)</td><td>Vedco</td><td>24105</td><td>$20.00</td></tr><tr><td>Isoflurane (flacon de 250 ml)</td><td></td><td></td><td>$15.00</td></tr><tr><td>Bromure de vecuronium 10 mg/10 ml</td><td>Pfizer</td><td>NDC 0069-0094-01</td><td>$15.00</td></tr></tbody></table>

intubation endotrachéale chez des souris<em&gt; par</em&gt; laryngoscopie directe en utilisant un otoscope

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Souris, à la fois de type sauvage et transgénique, sont le principal modèle mammifère dans la recherche biomédicale pour le moment. Intubation et la ventilation mécanique sont nécessaires pour des expériences animales entières qui nécessitent une intervention chirurgicale sous anesthésie profonde ou des mesures de la fonction pulmonaire. Trachéotomie a été la norme pour l&#39;intubation des voies aériennes chez ces souris pour permettre une ventilation mécanique. Intubation oro-trachéale a été rapportée mais n&#39;a pas été utilisé avec succès dans de nombreuses études en raison de la difficulté technique importante ou une exigence pour l&#39;équipement hautement spécialisé et coûteux. Nous rapportons ici une technique de laryngoscopie directe en utilisant un otoscope équipé d&#39;un 2.0 mm spéculum et l&#39;aide d&#39;un cathéter intraveineux 20 G comme une sonde endotrachéale. Nous avons utilisé cette technique largement et de manière fiable à intuber et procéder à des évaluations précises de la fonction pulmonaire chez la souris. Cette technique s&#39;est avérée sûre, avec pratiquement aucune perte de animal dans des mains expérimentées. De plus, cette techniquepeut être utilisé pour des études répétées de souris dans des modèles chroniques.

Intubation avec la technique ci-dessus est fiable et rapide. Le placement approprié de la sonde endotrachéale est plus facilement vérifiée en observant expiré bulles de gaz provenant de la branche expiratoire immergée du du circuit de ventilation (habituellement dans un piège de la PEEP) et déviations négatives sur une pression des voies aériennes traçage (Figure 1). Les déviations négatives sur les voies respiratoires pression traçage sont les plus fiables. D&#39;autres ont utilisé le mouvement d&#39;u...

Nous avons développé une méthode simple, fiable et relativement peu coûteux pour l&#39;intubation endotrachéale chez des souris par laryngoscopie directe en utilisant un otoscope avec un 2.0 mm spéculum. Cette technique est atraumatique et peut être utilisé pour des mesures répétées dans des expériences chroniques. Nous trouvons supérieure de trachéotomie ou précédemment rapporté des techniques non chirurgicales.

Intubation endotrachéale chez des souris<em&gt; Par</em&gt; Laryngoscopie directe en utilisant un otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

L'objectif général de cette procédure est d'intuber de manière fiable des souris par voie orale. Cela est réalisé en positionnant tout d'abord avec soin l'animal anesthésié dans l'orientation appropriée. Ensuite, sur le spéculum de l'otoscope, les cordes vocales sont visualisées et le tube endotrachéal est introduit dans la gorge à l’aide d’un stylet.Ensuite, la souris intubée est placée sur un ventilateur afin de vérifier le bon positionnement du tube. Alternativement, l'otoscope peut être utilisé pour administrer des substances test dans le poumon. En fin de compte, les relations précises entre pression et volume dans le poumon peuvent être mesurées.Les principaux avantages de cette technique par rapport aux méthodes existantes, telles que la trachéotomie, sont qu'elle est rapide, sans saignement, ne provoque aucun traumatisme et peut être répétée. La démonstration visuelle de cette technique est essentielle, car les étapes de l'intubation sont difficiles à apprendre et les instructions écrites ont peu de sens sans visualisation simultanée de l'anatomie et des mécanismes de l'intubation. Pour réaliser une intubation endotrachéale à l'aide d'un otoscope, commencez par immobiliser fermement un souriceau âgé de huit semaines et anesthésié, puis utilisez une pince fine à embouts rembourrés pour sortir doucement la langue de la bouche.Conserver l'extension en maintenant la langue entre la pince et en appliquant une force douce, puis soulever verticalement la souris sur le spéculum de l'otoscope. Observer à travers l'oculaire de l'otoscope tout en maintenant fermement la peau du cou et en tirant délicatement la souris sur toute la longueur du spéculum de l'otoscope par la langue et la peau du cou. Rechercher attentivement les cordes vocales, qui doivent être clairement visibles et se déplacer à chaque respiration, ainsi que la structure de l'ouverture laryngée.Les unités trachéales laryngées doivent apparaître relativement blanches. Si les cordes vocales ne bougent pas ou sont mal visualisées, tournez légèrement l'animal et étirez doucement le cou. Ensuite, avec la main dominante, prenez un cathéter de calibre 20 d'une longueur d'un pouce, équipé à son extrémité d'un morceau de tubulure PE 10 mesurant un centimètre de longueur qui dépasse par le bout du cathéter, et tenez-le comme un crayon.Insérez ensuite le cathéter sur le côté du spéculum. Dirigez le tube en polyéthylène 10 (PE 10) à travers les cordes vocales et faites progresser le cathéter le long du tube jusqu'à ce que le manchon soit au niveau de l'incisive inférieure. Retirez ensuite rapidement le tube.Ensuite, transférez délicatement l'animal du spéculum vers un ventilateur mécanique, et vérifiez la position du tube en observant les bulles d'air expiré traversant le piège de pression expiratoire positive (PEEP). Observez l'enregistrement de la pression des voies respiratoires à la recherche de déflexions négatives afin de confirmer le bon positionnement du tube. En cas d'intubation œsophagienne, l'enregistrement de pression montrera des pressions nettement plus élevées et aucune déflexion négative.Alternativement, placer une petite quantité d'eau dans un morceau de tubulure d'IV et raccorder cette tubulure au tube d'intubation, en vérifiant les mouvements d'aller-retour chez la souris liés à la respiration. Une utilisation alternative de la méthode de l'otoscope consiste à administrer des substances test à la souris. Utiliser l'espéculum pour insérer une pipette de chargement de gel jusqu'aux cordes vocales et instiller jusqu'à 50 microlitres du traitement d'intérêt.La souris aspire le liquide à travers les cordes, ce qui est confirmé par les ous. Des bruits respiratoires sont entendus jusqu'à ce que le liquide soit entièrement distribué dans les poumons. Après l'administration du traitement, retirez délicatement la pipette et placez la souris sur un tapis chauffant.En alternative, placer l'animal à l'intérieur d'une cage posée sur une table chauffante dont la température est contrôlée. Une fois que l'animal est complètement rétabli, le replacer dans sa cage. L'intubation à l'aide de l'otoscope est fiable et rapide.Dans cet enregistrement représentatif de la pression aérienne, la ligne bleue reflète la pression dans les voies respiratoires, et la ligne rouge reflète l'inscription du volume courant chez la souris immédiatement après l'intubation. Les déflexions négatives descendantes de la courbe de pression indiquent la génération d'une pression intrathoracique négative chez la souris par effort respiratoire spontané, ainsi qu'une bonne position du tube endotrachéal. Pour cette courbe pression-volume représentative, la souris a été intubée à l'aide d'un cathéter intraveineux de calibre 20, paralysée avec du pantonium, puis ventilée mécaniquement, comme vient d'être démontré.Les courbes illustrent que le cathéter ne fuit pas à des pressions allant jusqu'à 30 centimètres de hauteur d'eau et peut donc être utilisé pour effectuer des mesures précises des relations pression-volume chez la souris. Sur cette figure, on observe une courbe représentative de réponse en fonction de la dose. Dans cette expérience, l'animal témoin présentait une réponse minimale à la méthylcholine jusqu'à 25 milligrammes par millilitre, tandis que la souris immunisée et provoquée à l'albumine démontrait une hyper-réactivité au traitement.Les mesures ont été effectuées sur des souris intubées à l’aide d’un cathéter de calibre 20, comme vient d’être démontré, et étaient indistinguables de celles obtenues chez une souris trachéotomisée à l’aide de la laryngoscopie directe. L’administration quantitative dans le poumon est à la fois plus fiable et plus uniforme. Par exemple, comme illustré sur cette image, la technique d’instillation directe peut être utilisée pour administrer de manière précise un antigène dans les voies respiratoires inférieures dans un modèle d’inflammation allergique.Après avoir visionné cette vidéo, vous devriez avoir une bonne compréhension de la manière d'utiliser un otoscope pour réaliser une intubation laryngoscopique directe chez une souris.

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Non invasive Intratrachéal intubation pour étudier la pathologie et la physiologie des souris poumon

Cet article présente une méthode rapide et simple pour l'administration de la bléomycine directement dans la trachée de souris par intubation. Les principaux avantages de cette méthode est qu'il est hautement reproductible, facile à maîtriser, et ne nécessite pas d'équipement spécialisé ou de longs temps de récupération.

Une méthode améliorée pour Rapid intubation de la trachée chez la souris

L’intubation endotrachéale chez le lapin est un défi en raison de leur anatomie inhabituelle. Nous présentons ici une technique pour l’intubation directe de la trachée, à l’aide d’un cathéter en polypropylène comme guide. Cette méthode utilise des fournitures relativement peu coûteux, nécessite une formation minimale et peut être facilement effectuée dans un contexte clinique.

Intubation endotrachéale de lapins à l’aide d’un cathéter Guide en polypropylène

Le but de cet article est de décrire une méthode raffinée d’intubation de la souris de laboratoire. La méthode est non invasive et, par conséquent, idéale pour les études qui nécessitent une surveillance en série de la fonction respiratoire et / ou l’instillation des traitements dans le poumon.

Intubation orotracheal répétée chez les souris

Un modèle chirurgical murin pour créer une lésion de reperfusion d’ischémie pulmonaire gauche (IR) tout en maintenant la ventilation et en évitant l’hypoxie.

Un modèle murin d’intubation orotrachéale et de chirurgie de reperfusion d’ischémie pulmonaire ventilée

Ici, nous proposons un protocole pour l’administration intratrachéale de lipopolysaccharides (LPS) via une intubation endotrachéale oropharyngée non invasive. Cette méthode minimise le traumatisme de l’intervention chirurgicale pour l’animal et délivre avec précision le LPS à la trachée, puis aux poumons.

Instillation intratrachéale non invasive de lipopolysaccharides chez la souris

Ce protocole décrit une approche de laryngoscopie transorale en série pour les souris et les rats qui permet une imagerie vidéo en gros plan et sans obstruction du larynx pendant la respiration et la déglutition à l’aide d’un régime anesthésique optimisé et de techniques de manipulation endoscopique finement ajustées.

Laryngoscopie murine mini-invasive pour l’imagerie en gros plan du mouvement du larynx pendant la respiration et la déglutition

Nous introduisons ici une procédure standardisée pour l’intubation endotrachéale par trachéotomie suivie d’une thoracotomie chez le rat, visant à améliorer la précision et la reproductibilité des applications de non-survie nécessitant une ventilation invasive et l’exposition des organes thoraciques dans des modèles de rats in vivo .

Intubation endotrachéale par trachéotomie et thoracotomie subséquente chez le rat pour des applications non liées à la survie

Ce protocole montre comment le positionnement optimal d’une souris et l’insertion transorale d’un otoscope basé sur une caméra permettent de visualiser la glotte, une intubation rapide avec un traumatisme tissulaire minimal et une distribution constante de liquide dans les poumons.

Méthodologie améliorée pour l’administration de liquide dans le poumon de souris : intubation à l’aide d’un otoscope grand public

Apprenez l'intubation endotrachéale chez la souris par laryngoscopie directe avec un otoscope. Cette technique atraumatique permet des mesures répétées en expérimentation chronique et offre une alternative fiable à la trachéotomie.

Intubation endotrachéale chez des souris

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