Name: Mesures de contractilité des muscles papillaires isolés sur pour lInvestigation des inotropie cardiaque chez la souris (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-17T15:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 22 s
Description: Apprenez à isoler les muscles papillaires ventriculaires gauches de souris pour étudier la contractilité cardiaque in vitro. Cette méthode permet d'évaluer directement les propriétés inotropes sans influence neurohumorale.

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Ce travail a été soutenu par la Deutsche Forschungsgemeinschaft (KFO 196 &quot;Signaltransduktion bei adaptativen und maladaptiven kardialen Rénovation-Prozessen&quot;, FR 1638 / 1-2) et par le DZHK (Centre allemand de recherche cardiovasculaire, une partie des centres de recherche en santé allemand , qui est un BMBF (ministère fédéral allemand de l&#39;Éducation et de la Recherche) initiative).

REMARQUE: Les étapes de base de la procédure d&#39;isolement sont présentées sur la figure 1 Toutes les étapes sont décrites en détail dans le protocole suivant.. Isolement du muscle papillaire, le montage dans la chambre de bain d&#39;organe, l&#39;acquisition et l&#39;analyse est effectuée dans un laps de temps consécutif et obligatoire. Toutes les expériences sur les animaux ont été effectuées en conformité avec la législation allemande sur la protection des animaux et ont été approuvés par le Conseil de l&#39;Université de Heidelberg examen éthique. 1. Préparation du Instrumentation <ol><li> Pour la contractilité mesures utilisent une configuration à plusieurs chambres de bain d&#39;organe. Les composants d&#39;une installation de bain d&#39;organe ex vivo de la contractilité sont présentés sur la figure 2. NOTE: Pour minimiser la quantité de temps entre la préparation du muscle papillaire et le début du protocole expérimental, mis en place l&#39;équipement et préparer des tampons avant de recueillir tissue.This expérimentales provides la plus grande quantité de temps que le tissu reste viable pour mener des expériences. </li><li> Démarrez l&#39;équipement informatique et l&#39;acquisition de données. Allumez bain d&#39;organe thermique (préréglé à 32 ° C) et de permettre aux unités de température préréglée. </li><li> Préparer le matériel d&#39;acquisition. Commencer l&#39;enregistrement des données, comme mentionné dans le manuel du logiciel. </li><li> Vérifier et procéder à l&#39;étalonnage (si nécessaire) sur chaque canal et tous les canaux zéro pour normaliser le signal électrique fourni par le transducteur de force respective (associé à ce canal) à une 2-g force fournie par un poids certifié. </li><li> Ouvrir l&#39;alimentation de gaz (95% d&#39;O 2/5% de CO 2) à des chambres de bain d&#39;organes. De gaz sans interruption toutes les chambres pendant les mesures de protocole entières. </li></ol> 2. Préparation des tampons et des solutions physiologiques <ol><li> Préparer une solution de tampon de Krebs-Henseleit à parvenir à des concentrations finales de 119 mM de NaCl; 25 mM de NaHCO 3; KCl 4,6 mM; Glucose 11mm; 1 mM de Na-pyruvate; 1,5 mM de CaCl 2; 1,64 mM MgSO4; MM KH 1.18 2 PO 4 et ajuster le pH à 7,4 (voir le tableau 1 solution physiologique). </li><li> Préparer une solution tampon de Krebs-Henseleit séparée à utiliser lors de l&#39;isolement comme décrit dans l&#39;étape 2.1 avec supplémentaire monoxime 30 mM 2,3-Butanedione (BDM) et 50 IE héparine / ml. Refroidir à la solution à 4 ° C (voir tableau 1 Préparation de solution). Pour la simulation de l&#39;ischémie, l&#39;ischémie-préparer une solution comme décrit dans le Tableau 1. </li><li> Pour le protocole du Ca 2 + - dépendante de la contractilité, Ca2 + ajouter à la solution de tampon de Krebs-Henseleit à la concentration finale requise. REMARQUE: préparer ces solutions directement avant son utilisation et Gass avec carbogène pour éviter la précipitation du carbonate de calcium. Préchauffer la solution à 32 ° C avant utilisation. </li></ol> 3. Préparation du tube et Dissection gazage vaisselle utilisée au cours de la procédure Excision papillaire <ol><li> Branchez un gaz doucechanter tube (diamètre extérieur de 2-4 mm) pour le raccordement de gaz (100% d&#39;oxygène, carbogène alternativement) avec un expert de travail. </li><li> Créer un anneau fermé du tube de gazage montage à l&#39;intérieur du plat de dissection. Perforer le tube de gazage à plusieurs reprises que un bouillonnement continue est assurée. Ce tube de gazage peut être utilisé plusieurs fois. </li><li> Préparer plat de dissection avec un élastomère de silicone en bas (0,5 cm d&#39;épaisseur), de sorte que les repères peuvent être bloqués dedans. Ce plat peut être utilisé plusieurs fois. </li></ol> 4. Isolement de gauche antérieur muscle papillaire de souris REMARQUE: Avant de commencer l&#39;isolement du muscle papillaire, vérifiez que les conduites de gaz sont clairement des blocages. <ol><li> Préparer la configuration du bain organe tel que mentionné dans la section 3.1 de protocole avant de commencer la préparation des muscles papillaires. Préparer des solutions à tous les jours de l&#39;expérience. </li><li> Sacrifiez la souris (âgé d&#39;environ 8-12 semaines) par dislocation cervicale according de travail d&#39;experts et des directives institutionnelles. </li><li> Fix l&#39;animal en position dorsale en fixant les pattes de devant et postérieurs pattes sur une planche de dissection, ouvrez le latéral du thorax des deux côtés en coupant à travers les côtes avec des ciseaux d&#39;os pointus, puis couper la membrane avec une coupe transversale. Retirer le péricarde. Maintenant, le coeur et l&#39;aorte sont accessibles. </li><li> Fixer le coeur avec le forceps émoussé sur le tronc vasculaire à proximité du cœur et de séparer le cœur rapidement avec des ciseaux dans les poumons et les tissus environnants. </li><li> Transférer le cœur battant d&#39;une boîte de Pétri remplie de solution de préparation refroidie gazés avec l&#39;oxygène (étape 2.2). Laisser le coeur à battre et stimuler les contractions cardiaques doucement par l&#39;intermédiaire de toucher la pointe du cœur avec une pince. </li><li> Dès le cœur est complètement exsangue, le transférer vers le plat de dissection rempli de solution de préparation refroidi (étape 2.2) et gazés avec O 2. De cette étape sur l&#39;utilisation d&#39;un stéréomicroscope. </li><li> Fixer la HEAtempérature ambiante avec une petite aiguille à travers le ventricule droit afin que le cœur est vu de dorsale (ventricule droit est situé sur le côté droit de la vue de l&#39;opérateur). </li><li> L&#39;aide de ciseaux de microchirurgie séparent les deux oreillettes sur le niveau auriculo-ventriculaire, couper le tissu reliant des ventricules et les jeter. Effectuer une coupe à travers la paroi ventriculaire de la valve niveau AV à la pointe du cœur en évitant toute pression mécanique. </li><li> Ouvrez le ventricule et fixer la paroi libre du côté gauche avec une pince, ayant ainsi un regard à la fois de gauche muscles papillaires ventriculaires. </li><li> Légèrement couper le latéral du tissu ventriculaire sur les deux côtés du muscle papillaire antérieur gauche en préservant une partie de la voile valvulaire sur la préparation de muscle papillaire et éviter de toucher ou de l&#39;étirement du muscle papillaire autant que possible. Disséquer le reste tissu de la paroi ventriculaire du muscle papillaire. </li><li> Joindre des fils de soie (7/0, métrique 0,5) sur les deux côtés de la préparation de muscle papillairearation, l&#39;un sur la voile valvulaire et l&#39;autre sur la partie musculaire. Fixer la préparation dans la chambre de bain d&#39;organe rempli de solution de bain d&#39;organe et gazés avec du carbogène, en tant que température de 32 ° C est recommandée. </li></ol> 5. équilibration et la stimulation du muscle papillaire <ol><li> Stimuler la préparation de muscle papillaire avec des impulsions rectangulaires (durée de 2 ms et courant de 100 mA) à la fréquence de stimulation de 1 Hz immédiatement après la fixation dans le bain d&#39;organe. </li><li> Assurer un changement fréquent de la solution de bain d&#39;organe, soit par le changement continu ou par le changement d&#39;emploi fréquents (toutes les 5 min) en fonction de la configuration du type de bain d&#39;organe utilisé. </li><li> Augmentez progressivement la prétention jusqu&#39;à ce qu&#39;une force de contraction maximale dans atteint. Force de contraction maximale est atteinte lorsque l&#39;augmentation de la prétention est pas suivie d&#39;une autre augmentation de la force de la secousse. </li><li> Après 45-60 minutes d&#39;équilibration, démarrer le protocole expérimental. </li></ol> REMARQUE: Le protocole expérimental décrit ci-dessous comprend manœuvres standards pour caractériser la contractilité cardiaque dans des conditions physiologiques et physiopathologiques. Dans la section représentant nous décrivons ces protocoles en détail montrant également des résultats représentatifs (voir également le tableau 2). <ol><li> L&#39;enregistrement et l&#39;analyse des protocoles expérimentaux <ol><li> Pour l&#39;enregistrement, utilisez un logiciel approprié avec une résolution temporelle adéquate (≥ taux d&#39;acquisition de 1 kHz). </li><li> Analyser les paramètres y compris la force de la secousse d&#39;amplitude (hauteur), temps au pic de tension (TTP) et la moitié maximal temps de relaxation (R 50 / TFall, respectivement), comme mentionné dans le programme de logiciel (comme par exemple le graphique 5.5 de ADInstruments, voir la figure 4). </li></ol></li></ol>

<ol><li>Endoh, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+Ca2%2B+signaling+and+Ca2%2B+sensitizers%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+J%22%5BJournal%5D)">Cardiac Ca2+ signaling and Ca2+ sensitizers.</a> Circ J. 12 (12), 1915-1925 (2008).</li>
<li>Bers, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Calcium+cycling+and+signaling+in+cardiac+myocytes%5BTitle%5D)+AND+%22Annu+Rev+Physiol%22%5BJournal%5D)">Calcium cycling and signaling in cardiac myocytes.</a> Annu Rev Physiol. 70, 23-49 (2008).</li>
<li>Bers, D., Despa, S. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Na%2FK-ATPase%E2%80%94an+integral+player+in+the+adrenergic+fight-or+flight+response%5BTitle%5D)+AND+%22Trends+Cardiovasc+Med%22%5BJournal%5D)">Na/K-ATPase—an integral player in the adrenergic fight-or flight response.</a> Trends Cardiovasc Med. 19, 111-118 (2009).</li>
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<li>Uhl, S., Mathar, I., Vennekens, R., Freichel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adenylyl+cyclase-mediated+effects+contribute+to+increased+Isoprenaline-induced+cardiac+contractility+in+TRPM4+deficient+mice%5BTitle%5D)+AND+%22JMCC%22%5BJournal%5D)">Adenylyl cyclase-mediated effects contribute to increased Isoprenaline-induced cardiac contractility in TRPM4 deficient mice.</a> JMCC. 74, 307-317 (2014).</li>
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<li>Lakatta, E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Beyond+Bowditch%3A+the+convergence+of+cardiac+chronotropy+and+inotropy%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Calcium%22%5BJournal%5D)">Beyond Bowditch: the convergence of cardiac chronotropy and inotropy.</a> Cell Calcium. 35 (6), 629-624 (2004).</li>
<li>Taylor, D. G., Parilak, L. D., LeWinter, M. M., Knot, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Quantification+of+the+rat+left+ventricle+force+and+Ca2%2B+-frequency+relationships%3A+similarities+to+dog+and+human%5BTitle%5D)+AND+%22Cardiovasc+Res%22%5BJournal%5D)">Quantification of the rat left ventricle force and Ca2+ -frequency relationships: similarities to dog and human.</a> Cardiovasc Res. 61 (1), 77-86 (2004).</li>
<li>Schmidt, U., Hajjar, R. J., Gwathmey, J. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+force-interval+relationship+in+human+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22J+Card+Fail%22%5BJournal%5D)">The force-interval relationship in human myocardium.</a> J Card Fail. 1 (4), 311-321 (1995).</li>
<li>Rossman, E. I., Petre, R. E., Chaudhary, K. W., Piacentino, V. 3rd, Janssen, P. M., Gaughan, J. P., Houser, S. R., Margulies, K. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Abnormal+frequency-dependentresponses+represent+the+pathophysiologic+signature+of+contractile+failure+inhuman+myocardium%5BTitle%5D)+AND+%22JMCC%22%5BJournal%5D)">Abnormal frequency-dependentresponses represent the pathophysiologic signature of contractile failure inhuman myocardium.</a> JMCC. 36 (1), 33-42 (2004).</li>
<li>Moran, A. E., Forouzanfar, M. H., Roth, G. A., Mensah, G. A., Ezzati, M., Murray, C. J., Naghavi, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Temporal+trends+in+ischemic+heart+disease+mortality+in+21+world+regions%2C+1980+to+2010%3A+the+Global+Burden+of+Disease+2010+stud%5BTitle%5D)+AND+%22Circulation%22%5BJournal%5D)">Temporal trends in ischemic heart disease mortality in 21 world regions, 1980 to 2010: the Global Burden of Disease 2010 stud.</a> Circulation. 129 (14), 1483-1492 (1980).</li>
<li>Lee, J. A., Allen, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Changes+in+intracellular+free+calcium+concentration+during+long+exposures+to+simulated+ischemia+in+isolated+mammalian+ventricular+muscle%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Changes in intracellular free calcium concentration during long exposures to simulated ischemia in isolated mammalian ventricular muscle.</a> Circ Res. 71 (1), 58-69 (1992).</li>
</ol>

Les auteurs déclarent qu&#39;ils ont aucun intérêt financier concurrentes.

Dans ce manuscrit, nous décrivons une méthode pour enquêter sur la contractilité du muscle papillaire murin in vitro qui peut être utilisée pour répondre à plusieurs questions scientifiques liées à la physiologie du cœur et de la pathologie chez la souris ainsi que pour soutenir l&#39;analyse des lignées transgéniques et la découverte de nouvelles approches pharmaceutiques pour traiter les dysfonctionnements cardiaques. Nous illustrons l&#39;utilisation de cette méthode pour évaluer les propriétés physiologique...

L&#39;enquête de protéines comme les canaux ioniques référence leur rôle pour la contractilité cardiaque est essentiel de découvrir différents mécanismes pathologiques et d&#39;établir de nouvelles stratégies thérapeutiques pour les maladies cardiaques telles que l&#39;ischémie et de l&#39;insuffisance cardiaque. La fonction contractile des cardiomyocytes de mammifères est connue pour être modulée par divers canaux ioniques, les transporteurs et d&#39;autres protéines. Potentiel d&#39;action activation de sarcolemmique de type L dépendant de la tension évoquée canaux Ca2 + conduit à influx de Ca 2+ de l&#39;espace extracellulaire et par la suite à Ca 2+ induite par Ca 2+ de presse (CICR) 1, ce qui déclenche la contraction cellulaire 2. Ca 2+ -signaling joue un rôle central dans la contractilité cardiaque et l&#39;adaptation au stress physiologique ou pathologique. Catécholamines activent les récepteurs ß-adrénergiques cardiaques, stimulant ainsi l&#39;adénylcyclase (AC) qui synthétise l&#39;AMPc. Étant activé, protein kinase A (PKA) phosphoryle différentes protéines associées intracellulaires et membranaires comme de type L canaux Ca 2+, phospholamban et récepteurs de la ryanodine résultant dans la modification de Ca 2 + transitoires et la contractilité cardiaque 1,3,4. cAMP est dégradée par la phosphodiesterase (PDE). L&#39;activation des récepteurs couplés à Gs autres que les ß-adrénergiques conduit également à l&#39;accumulation de AMPc. La technique des mesures de contractilité dans des bandes isolées musculaires ventriculaires est bien établie pour les grandes espèces de mammifères 5-8. Sur la base de la possibilité de ciblage de gène chez la souris, il est important d&#39;établir des méthodes pour analyser la physiologie cardiaque murin. Cependant, les données existantes sur les propriétés physiologiques des préparations musculaires isolées chez des souris diffèrent en fonction des conditions expérimentales 9-12. Le procédé décrit est utilisé pour analyser la contractilité cardiaque ventriculaire gauche papillaire de pré musculaireparations in vitro. Etude de la contractilité cardiaque est réalisé en l&#39;absence d&#39;influences modifiant la contractilité cardiaque in vivo, comme la pression sanguine, la stimulation neuro-humoral et le stress physique ou métabolique. Le taux de la préparation traitance musculaire battant peut être rigoureusement défini et modifiées arbitrairement. Twitch force peut être analysée dans le contexte des stimuli spécifiques tels que la concentration de calcium, le battement de fréquence ou de la température. En outre, cette méthode peut être utilisée pour étudier les différents composants de la voie de signalisation et de comparer la performance cardiaque de modèles de souris génétiquement modifiées par le contrôle des conditions expérimentales mentionnées ci-dessus.

<table><tbody><tr><td>Chlorure</td><td>de sodium Sigma-Aldrich</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>Bicarbonate de sodium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S5761&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure</td><td>de potassium Sigma-Aldrich</td><td>P9333</td><td></td></tr><tr><td>Glucose</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D9434&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Pyruvate de sodium</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P5280&nbsp ;</td><td></td></tr><tr><td>Chlorure de calcium dihydraté</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>223506</td><td></td></tr><tr><td>Sulfate de magnésium heptahydraté</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>230391</td><td></td></tr><tr><td>Phosphate de potassium monobasique</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>P 5655</td><td></td></tr><tr><td>2,3-butanedione monoxime</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>B0753</td><td></td></tr><tr><td>3-Isobutyl-1-méthylxanthine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5879</td><td>Mention de danger H 302, à résoudre dans le DMSO</td></tr><tr><td>Diméthylsulfoxyde (DMSO)</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D2650</td><td></td></tr><tr><td>Chlorhydrate d’isoprénaline</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>I5627</td><td>Mention de danger H 315-H319-H335</td></tr><tr><td>Héparine de sodium 250.000 IE/10 ml</td><td>ratiopharm</td><td>PZN 3874685</td><td></td></tr><tr><td>Dichlorhydrate d’histamine</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>H7250</td><td>Mention de danger H 315-H 317-H319- N° H334 et H335</td></tr></tbody></table>

mesures de contractilité des muscles papillaires isolés sur pour l&#39;investigation des inotropie cardiaque chez la souris

Contractility Measurements on Isolated Papillary Muscles for the Investigation of Cardiac Inotropy in Mice

Muscle papillaire isolé de coeurs de souris adultes peut être utilisée pour étudier la contractilité cardiaque au cours des différentes physiologiques / conditions pathologiques. Les caractéristiques contractiles peuvent être évaluées indépendamment des influences externes telles que le tonus vasculaire ou le statut neurohumoral. Il représente une approche scientifique entre des mesures de cellules individuelles avec les myocytes cardiaques isolés et dans les études in vivo comme l&#39;échocardiographie. Ainsi, des préparations de muscle papillaire servent comme un excellent modèle pour l&#39;étude de la physiologie cardiaque / physiopathologie et peut être utilisé pour des enquêtes comme la modulation par des agents pharmacologiques ou l&#39;exploration des modèles animaux transgéniques. Ici, nous décrivons un procédé pour isoler le muscle papillaire antérieur gauche de souris pour étudier la contractilité cardiaque dans une installation de bain d&#39;organe. Contrairement à la préparation d&#39;une bande de muscle isolé de la paroi ventriculaire, le muscle papillaire peut être préparé in toto sans endommager le tissu musculairee sévèrement. La configuration du bain d&#39;organe se compose de plusieurs chambres de bain d&#39;organe électrodes-équipée, gazés et à température contrôlée. Le muscle papillaire isolé est fixé dans la chambre de bain d&#39;organe et stimulé électriquement. La force de contraction évoquée est enregistrée en utilisant un transducteur et des paramètres tels que la pression se contracter amplitude de la force et de contraction cinétique sont analysés. Différents protocoles expérimentaux peuvent être réalisées pour étudier le calcium et dépendant de la fréquence ainsi que la contractilité courbes dose-réponse des agents contractiles tels que les catecholamines ou d&#39;autres produits pharmaceutiques. En outre, des conditions pathologiques comme l&#39;ischémie aiguë peuvent être simulées.

Le protocole de ce manuscrit pour les mesures de contractilité murins isolés de préparations de muscle papillaire est accordé sur les conditions optimales pour obtenir des résultats expérimentaux reproductibles dans des conditions physiologiques. Pour définir les conditions expérimentales optimales nous avons effectué des expériences pilotes variant la température du bain d&#39;organe et de la concentration de calcium extracellulaire (voir aussi 12). Le protocole décrit ici a été réalisée avec une concentrati...

Murine ventriculaire gauche muscle papillaire peut être utilisée pour étudier la contractilité cardiaque in vitro. Cet article décrit en détail l&#39;isolement et des protocoles expérimentaux pour étudier les caractéristiques contractiles cardiaques.

Mesures de contractilité des muscles papillaires isolés sur pour l&#39;Investigation des inotropie cardiaque chez la souris

Papillary muscle isolated from adult mouse hearts can be used to study cardiac contractility during different physiological/pathological conditions. The ...

L'objectif général de cette procédure est d'isoler des muscles papillaires sains et intacts pour l'étude de la fonction contractile cardiaque in vitro chez la souris. Cela est réalisé en premier lieu par l'isolement du cœur, suivi de l'interruption des contractions par immersion dans une solution cardioplégique afin d'éviter les lésions ischémiques. Dans une deuxième étape, le muscle papillaire antérieur du ventricule gauche intact est isolé et équipé de fils de fixation.Le muscle est ensuite fixé sur le transducteur de force et transféré dans la chambre du bain d'organes. Dans la dernière étape, le muscle papillaire est stimulé par des impulsions électriques de champ afin d'induire des contractions du muscle papillaire in vitro. En définitive, les effets de diverses conditions physiologiques et pathologiques sur la contractilité du muscle cardiaque peuvent être transmis au transducteur de force et enregistrés.Cette méthode peut être utilisée pour analyser la contractilité cardiaque des muscles papillaires du ventricule gauche in vitro, en l'absence d'influences neurohumorales et vasculaires, afin de permettre une évaluation directe de la fonction contractile cardiaque. Les préparations de muscle papillaire constituent des modèles excellents pour l'étude de la physiologie et de la physiopathologie cardiaques, permettant d'analyser les effets d'agents pharmacologiques sur la contractilité cardiaque.Nous avons eu pour la première fois l'idée de cette méthode lorsque nous avons observé un phénotype cardiovasculaire chez des souris déficientes pour un canal ionique non sélectif activé par le calcium, conduisant à la découverte de modifications inotropes spécifiques dans la voie de signalisation bêta AIC. Commencez par placer une souris âgée de huit à douze semaines en position dorsale sur une planche de dissection. Ensuite, à l’aide de ciseaux chirurgicaux pointus, ouvrez la cage thoracique latéralement des deux côtés de la poitrine et sectionnez le diaphragme.Ensuite, à l’aide de pinces contondantes, saisissez le cœur par les fragments vasculaires et utilisez des ciseaux pour séparer rapidement le cœur des poumons et des tissus environnants. Transférez le cœur battant dans une boîte de Pétri remplie de solution de préparation refroidie, saturée en oxygène, et touchez délicatement l’apex cardiaque avec les pinces afin de stimuler les contractions cardiaques. Dès qu’il est complètement exsangue, transférez le cœur dans la boîte de dissection et insérez une petite épingle à travers le ventricule droit afin de fixer le cœur en position dorsale.Maintenant, transférez la boîte sous un microscope stéréo et utilisez des ciseaux microchirurgicaux pour séparer les deux oreillettes au niveau atrioventriculaire. Tournez le cœur d’environ 180 degrés et effectuez une incision à travers la paroi du ventricule gauche, depuis le niveau de la valve atrioventriculaire jusqu’au sommet du cœur, en prenant soin d’éviter toute pression mécanique sur le cœur.Ensuite, remettre le cœur en position. Puis ouvrir le ventricule gauche et fixer la paroi libre gauche avec une pince, en exposant les deux muscles papillaires du ventricule gauche. Couper soigneusement le tissu ventriculaire latéralement des deux côtés du muscle papillaire antérieur gauche.Veiller à préserver une partie du SA valvulaire sur la préparation du muscle papillaire. Ensuite, disséquer le tissu restant de la paroi ventriculaire à partir du muscle papillaire et fixer un fil de soie à la partie musculaire avec deux nœuds, ainsi qu'un autre au voile valvulaire du muscle papillaire. Préparation avec un seul nœud.Fixer la préparation dans une chambre de bain d'organe préparée au préalable. Ensuite, immédiatement après la fixation, stimuler le tissu à l'aide d'impulsions rectangulaires de deux millisecondes à un courant de 100 milliampères et à une fréquence de stimulation de un hertz. Et commencer l'enregistrement.Changer la solution de manière appropriée en fonction du type de bain d'organes utilisé. Augmenter progressivement la précontrainte mécanique sur une période de 45 à 60 minutes jusqu'à ce que l'augmentation de la précontrainte ne soit plus suivie d'un accroissement supplémentaire de la force de contraction, puis initier l'analyse expérimentale en aval souhaitée. La contractilité cardiaque peut être caractérisée par divers paramètres, notamment la force de contraction, le temps pour atteindre le pic et le temps de relaxation à demi-maximal.La corrélation entre la fréquence de battements et la force de contraction est calculée à l'aide de la relation force-fréquence. Par exemple, dans cette expérience, la fréquence de stimulation a été augmentée de manière progressive de 0,1 à cinq hertz, entraînant des modifications de la contractilité cardiaque. Le protocole de potentiatisation post-repos illustre les modifications de l'amplitude de la force de contraction observées après une stimulation précédente suivie d'une période de repos d'une durée définie.En faisant varier la concentration en calcium de la solution physiologique dans le bain d'organe, on peut évaluer la sensibilité calcique de l'appareil contractile afin d'analyser les effets inotropes médiés par l'activation des récepteurs bêta. Le muscle papillaire isolé peut également être traité à l'isoprénaline, comme le montre cet exemple représentatif, afin de simuler une ischémie. In vitro, les muscles sont exposés à une solution extracellulaire dépourvue de glucose et de pyruvate, saturée avec 95 % d'azote et 5 % de dioxyde de carbone, ce qui entraîne une diminution de la force de contraction et le développement d'une contracture ischémique, comme illustré sur le graphique.Une fois maîtrisées la dissection et l'équilibre d'une préparation musculaire, celle-ci peut être réalisée en environ 19 minutes, même en prenant le temps d'isoler et de monter soigneusement le tissu sans causer de dommages mécaniques ou métaboliques, selon cette procédure. D'autres méthodes, telles que les mesures par électrode pointue, les dosages immuno-enzymatiques et l'analyse sanguine par western blot, peuvent être effectuées afin de répondre à des questions supplémentaires après sa mise au point. Cette technique constitue une approche essentielle pour la recherche en physiologie et pharmacologie cardiaques, ainsi que pour l'étude du phénotype cardiaque dans divers modèles de rongeurs transgéniques.

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