Name: Électrochimique détection de cinétique effet isotopique sur extracellulaire Transport d’électrons dans Shewanella oneidensis MR-1 (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-04-16T14:30:00.000+00:00
Duration: 9 min
Description: Découvrez la détection de l'effet isotopique cinétique du deutérium sur le transport d'électrons extracellulaire chez Shewanella oneidensis MR-1. Cette méthode électrochimique révèle l'impact du transport de protons sur la cinétique de transfert électronique bactérien.

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Ce travail a été soutenu financièrement par une subvention pour spécialement favorisé la recherche de la Japan Society for Promotion of Science (JSPS) KAKENHI Grant Number 24000010, 17H 04969 et JP17J02602, la nous Bureau du Naval Research Global (N62909-17-1-2038). Y.T. est chercheur JSPS et pris en charge par JSPS grâce au programme pour les écoles supérieures menant (mérite).

1. formation d’un Biofilm monocouche de S. oneidensis MR-1 sur une électrode ITO (Figure 1)
Remarque : Pour éviter la contamination du réacteur électrochimique avec d’autres microbes, tous les médias, outils et composants du réacteur électrochimique doivent être stérilisés à l’avance. Quand à l’aide de cellules de S. oneidensis MR-1 et la construction des réacteurs électrochimiques, toutes les procédures doivent être réalisées sur un banc propre.
<ol><li>Culture de cellules de S. oneidensis MR-1 Remarque : Un biofilm monocouche de S. oneidensis MR-1 a été formé sur l’OIC électrode suivant les conditions signalées précédemment4.<ol>
<li>Pour cultiver des cellules S. oneidensis MR-1, ajoutez une colonie de S. oneidensis MR-1, cultivé sur une gélose comprenant Luria-Bertani (LB) (20 g/L) et bacto agar (15 g/L) dans 15 mL de milieu LB (20 g/L) à 30 ° C pendant 24 h dans des conditions aérobies avec agitation à 160 tours/minute.</li>
		<li>Centrifuger la suspension cellulaire à 6 000 × g pendant 10 min et remettre en suspension le culot cellulaire qui en résulte dans 15 mL de milieu défini (pH 7,8) (DM : NaHCO3 [2,5 g/L], CaCl2·2H2O [0,08 g/L], NH4Cl [1,0 g/L], MgCl2· 6 H2O [0,2 g/L], NaCl [10 g/L] et 2-[4-(2-hydroxyethyl)-1-piperazinyl] ethanesulfonic acide [HEPES ; 7,2 g/L]), additionné de 10 mM de lactate et extrait de levure 0,5 g/L comme source de carbone et d’oligo-éléments pour S. oneidensis MR-1 , respectivement.</li>
		<li>Encore cultiver la suspension cellulaire en aérobiose à 30 ° C pendant 12 h avec agitation à 160 tr/min et centrifuger à nouveau à 6 000 × g pendant 10 min. laver le culot qui en résulte deux fois avec DM moyen par centrifugation pendant 10 min à 6 000 × g avant l’électrochimique Faites des essais.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Construction d’un réacteur électrochimique à trois électrodes (Figure 1)<ol>
<li>Mettre un substrat ITO comme l’électrode de travail en bas du réacteur.</li>
		<li>Par la suite, insérez un cylindre de verre (diamètre de 2 cm) et une couverture de polytétrafluoroéthylène (PTFE). Puis insérez Ag/AgCl (KCl saturé) et un fil de platine dans le réacteur comme les électrodes de référence et compteur, respectivement. Remarque : Pour éviter les fuites d’air et solution, insérez une feuille de caoutchouc butyle entre chaque composant.</li>
		<li>Ajouter 4,0 mL de DM additionné de 10 mM de lactate et d’extrait de levure de 0,5 g/L dans le réacteur électrochimique.</li>
		<li>Après avoir confirmé qu’il n’y a pas de fuite provenant du réacteur électrochimique, jettent le gaz d’azote dans le réacteur électrochimique pendant 20 min pour maintenir des conditions anaérobies dans le réacteur électrochimique. Remarque : Pour éviter la contamination par d’autres microbes, le gaz doit être filtré avant elle se jette dans le réacteur électrochimique.</li>
		<li>Connectez le réacteur électrochimique d’un potentiostat et appliquer + 0,4 V (versus l’électrode standard à hydrogène, elle) à l’électrode ITO, maintenir la température du réacteur électrochimique à 30 ° C à l’aide d’un système de circulation d’eau externe. Remarque : Pour éviter l’effet d’un champ électrique extérieur, le réacteur électrochimique devrait être placé dans une cage de Faraday.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Électrochimique culture de cellules de MR-1 S. oneidensis (Figure 1 et Figure 2)<ol>
<li>Ajuster la densité des cellules de la suspension obtenue à l’étape 1.1 à une densité optique de 1,43 à 600 nm (OD600) avec DM complétée par de la levure de lactate et 0,5 g/L 10 mM extrait. Remarque : Pour obtenir la bonne OD600, appliquer la suspension cellulaire de OD600 ≤ 0,8 à un spectromètre UV-visible avant réglage de l' OD600 à 1,43.</li>
		<li>Ajouter 0,3 mL de la suspension cellulaire dans le réacteur électrochimique par l’orifice d’injection à l’aide d’une seringue : l' OD600 dans le réacteur passe à 0,1. Remarque : L’ajout de suspension cellulaire 0,3 mL avec OD600 = 1,43 dans réacteur électrochimique contenant 4,0 mL résultats moyenne à 4,3 mL de la solution avec un OD600 = 0,1. Lorsque vous utilisez d’autres réacteurs avec des volumes différents, le calcul de la densité cellulaire est nécessaire.</li>
		<li>Continuer l’application potentielle à + 0,4 V (par rapport à elle) à l’électrode ITO pour 25 h. Remarque : Pour la formation d’un biofilm monocouche sur une électrode ITO, assurez-vous que le courant produit montre un écart de moins de 50 % par rapport à la Figure 2.</li>
	</ol>
</li>
</ol>2. remplacement du liquide surnageant avec un milieu frais DM avec 10 mM de Lactate (Figure 3)
<ol><li>Arrêter l’application potentielle et déconnectez le réacteur électrochimique de la potentiostat et le système de circulation d’eau.</li>
	<li>Remplacement du liquide surnageant avec un milieu frais DM avec 10 mM de lactate<ol>
<li>L’azote gazeux se jettent dans une bouteille contenant des DM avec 10 mM de lactate pendant 20 min pour enlever l’oxygène du milieu.</li>
		<li>Retirez lentement tous le surnageant à l’intérieur du réacteur électrochimique à l’aide d’une seringue, en s’écoulant l’azote gazeux (Figure 3 a, b). Remarque : Pour éviter de casser le biofilm sur l’électrode ITO par gaz d’azote, le gaz doit circuler au-dessus de la surface du liquide.</li>
		<li>Ajouter 4,0 mL de DM frais contenant du lactate de 10 mM à l’aide d’une seringue (Figure 3C). Remarque : Pour éviter de casser le biofilm sur l’électrode ITO, injecter lentement le milieu le long du mur du réacteur électrochimique. Pour garder le biofilm humide, la moyenne s’ajouteront immédiatement après l’élimination du surnageant ; Injection de la moyenne jusqu'à 1 min après l’élimination du surnageant n’influe pas sur la production actuelle de biofilm de S. oneidensis MR-1.</li>
		<li>Incliner le réacteur électrochimique pour retirer tout le liquide surnageant fixé au mur du réacteur électrochimique.</li>
		<li>Répétez les étapes 2.2.2-2.2.4 trois fois au total.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Arrêter l’écoulement de gaz et brancher le réacteur électrochimique pour le potentiostat nouveau, appliquant + 0,4 V (par rapport à elle) à l’électrode ITO à 303 K.</li>
</ol>3. l’addition d’eau de deutérium pour mesurer la KIE sur le processus EET (Figure 4)
<ol><li>Confirmer que la production actuelle d’un biofilm monocouche de S. oneidensis MR-1 est stable et n’augmente pas rapidement. Si le courant augmente fortement, attendez que le courant se stabilise au sein d’une augmentation de 5 % pendant 10 min. Remarque : La formation d’un biofilm monocouche sur une électrode ITO sans contamination des autres souches microbiennes a été confirmée par des séquences des ADNr et une balayage image microscopique de l’électron du biofilm sur une électrode ITO, tel que rapporté précédemment4. Pour la confirmation de la limitation de vitesse par le processus EET, surveiller l’effet de l’ajout de navette électron médiateurs tels que 100 µM anthraquinone-1-sulfonate (α-AQS). Reportez-vous à la section des Résultats représentant et référence15 pour plus de détails.</li>
	<li>Ajouter 40 µL d’anoxique 50 % (v/v) D2O dans le réacteur électrochimique à l’aide d’une seringue telle que la concentration est de 0,5 % (v/v) D2O dans le réacteur. Remarque : Pour éviter d’endommager le biofilm par addition de2O D, injecter la D2O goutte-à-goutte.</li>
	<li>Attendez que le courant se stabilise et ajoutez ensuite la D2O jusqu'à 4,0 % (v/v). Remarque : Pour obtenir la valeur KIE (le ratio de la production actuelle en présence D2O et H2O), vérifier l’effet du même volume d’addition2O H sur la production actuelle.</li>
</ol>

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</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Notre essai électrochimique cellule entière a plusieurs avantages techniques par rapport à l’électrochimie de protéine. Tandis que la purification de la protéine nécessite des procédures fastidieuses multi-étapes, notre méthode de cellule entière prend une journée de formation de biofilm auto-organisé après culture cellulaire. Pour parvenir à une interaction stable entre OM c- Cyts et l’électrode, nous avons besoin seulement de stérilisation et de nettoyage de la surface de l’électrode ; il ne nécessite pas de m...

Des techniques électrochimiques de qualifier directement une protéine d’oxydo-réduction dans une cellule bactérienne intacte ont récemment émergé depuis la découverte de souches microbiennes-réduction des métaux, tels que S. oneidensis MR-1 ou Geobacter sulfurreducens PCA, qui ont des complexes de cytochrome c-type de membrane externe (OM c-Cyts) exposés à la cellule extérieur1,2,3,4,5. L' OM c- Cyts médiation transport des électrons de la chaine respiratoire à des substrats solides situé extracellulaire. Ce transport est dénommé extracellulaire transport d’électrons (EET)1,6 et est un processus critique pour les biotechnologies émergents, tels que les piles à combustible microbiennes6. Par conséquent, pour comprendre la cinétique EET sous-jacent et mécanismes et son lien avec la physiologie microbienne, OM c -Cyts ont été étudiés à l’aide de cellules entières électrochimie4,7, combinée avec la microscopie 8 , 9,10,de spectroscopie11et biologie moléculaire2,4. En revanche, méthodes pour étudier l’impact du transport de cations EET-liés, par exemple, les protons et sur la cinétique EET dans les cellules vivantes ont été guère établies, malgré le transport de protons à travers les membranes bactériennes ayant un rôle essentiel dans signalisation, homéostasie et énergie production12,13,,14. Dans la présente étude, nous décrivons une technique pour examiner l’impact du transport de protons sur la cinétique EET dans la cellule de MR-1 S. oneidensis à l’aide de mesures électrochimiques cellule entière, qui nécessite l’identification de l’étape cinétiquement limitante dans microbienne de production actuel15.
Une façon directe pour évaluer la contribution du transport de protons sur le EET associé est l’effet isotopique du deutérium (KIE). La KIE est observable comme le changement de cinétique de transfert d’électron sur le remplacement de protons avec des ions de deutérium, qui représente l’impact du transport de protons sur les électrons transfert cinétique16. La théorie de KIE lui-même a été clairement établie à l’aide de mesures électrochimiques avec enzymes purifiées,17. Toutefois, étant donné que la production actuelle en S. oneidensis MR-1 résulte de multiples processus variés et fluctuants18, on ne peut pas simplement identifier EET que le processus de limitation de vitesse. Pour observer la KIE sur les processus de transport de protons couplés avec EET, il faut confirmer que la production actuelle microbienne est limitée par transport d’électrons par l’intermédiaire de OM c- Cyts à l’électrode. À cette fin, nous avons remplacé la solution surnageante avec un milieu frais contenant une forte concentration de lactate comme donneur d’électrons au pH optimal et des conditions de température avant mesure KIE ; Ce remplacement a servi deux rôles : (1) il amélioré le taux des processus métaboliques en amont par rapport à l’EET et (2) omis les cellules de natation dans le surnageant détache le biofilm monocouche de S. oneidensis MR-1 sur la (électrode de travail électrode d’oxyde d’étain dopé (ITO) indium). Le protocole détaillé présenté est destiné à aider les nouveaux praticiens maintenir et confirmer que le processus EET est l’étape cinétiquement déterminante.

<table><tbody><tr><td>Cylindre en verre</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Sur mesure, utilisé comme</td></tr><tr><td>couvercle et base en PTFE</td> pour réacteur électrochimique <td>N/A</td><td>N/A</td><td>Fabrication sur mesure, utilisé comme couvercle et base du réacteur électrochimique</td></tr><tr><td>Caoutchouc buthyle</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Sur mesure, inséré entre chaque composant du réacteur électrochimique</td></tr><tr><td>Septa</td><td>GL Science</td><td>3007-16101</td><td>Utilisé comme orifice d’injection d’un réacteur électrochimique</td></tr><tr><td>Électrode d’oxyde dopé à l’indium et à l’étain (ITO)</td><td>GEOMATEC</td><td>n° 0001</td><td>Utilisé comme électrode de travail, électrode saturée 5&Omega ;/</td></tr><tr><td>sq Ag/AgCl KCl</td><td>HOKUTO DENKO</td><td>HX-R5</td><td>Utilisé comme électrode de référence, &Phi ; Fil de platine de 0,30 mm</td></tr><tr><td></td><td>The Nilaco Cooporation</td><td>PT-351325</td><td>Utilisé comme contre-électrode</td></tr><tr><td>Luria-Bertani (LB) Broth, Miller</td><td>Becton, Dichkinson and Company</td><td>244620</td><td>Milieu pour la préculture de S. oneidensis MR-1</td></tr><tr><td>Gélose Bacto</td><td>Becton, Dichkinson and Company</td><td>214010</td><td></td></tr><tr><td>Anthraquinone-1-sulfonate (&alpha ;-AQS)</td><td>TCI</td><td>A1428</td><td></td></tr><tr><td>Flavin mononucléotide (FMN)</td><td>Wako</td><td>184-00831</td><td></td></tr><tr><td>NaHCO3</td><td>Wako</td><td>191-01305</td><td>Utilisé pour les milieux définis (DM)</td></tr><tr><td>CaCl2 &middot ; 2H2O</td><td>Wako</td><td>031-00435</td><td>Utilisé pour DM</td></tr><tr><td>NH4Cl</td><td>Wako</td><td>011-03015</td><td>Utilisé pour DM</td></tr><tr><td>MgCl2 &middot ; 6H2O</td><td>Wako</td><td>135-00165</td><td>Utilisé pour DM</td></tr><tr><td>NaCl</td><td>Wako</td><td>191-01665</td><td>Utilisé pour</td></tr><tr><td>l’acide éthanesulfonique DM 2-[4-(2-hydroxyéthyl)-1-pipérazinyl] (HEPES)</td><td>DOJINDO</td><td>346-08235</td><td>Utilisé pour la</td></tr><tr><td>solution de lactate de sodium</td><td>DM Wako</td><td>195-02305</td><td></td></tr><tr><td>Extrait de levure Bacto</td><td>Becton, Dichkinson and Company</td><td>212750</td><td></td></tr><tr><td>Oxyde de deutérium (D, 99,9 %)</td><td>Cambridge Isotope Laboratories, Inc.</td><td>DLM-4-PK</td><td>Additif pour les expériences d’effet isotopique cinétique</td></tr><tr><td>Incubateur</td><td>TOKYO RIKAKIKAI CO., LTD.</td><td>LTI-601SD</td><td>Utilisé pour la pré-culture</td></tr><tr><td>Shaker</td><td>TAITEC</td><td>NR-3</td><td>Utilisé pour la pré-culture</td></tr><tr><td>Machine autoclave</td><td>TOMY SEIKO CO. LTD.</td><td>LSX-500</td><td>Utilisé pour la stérilisation du réacteur électrochimique et du milieu</td></tr><tr><td>Banc propre</td><td>SANYO</td><td>MCV-91BNF</td><td>Utilisé pour prévenir la contamination du réacteur électrochimique et du milieu par d’autres microbes</td></tr><tr><td>Séparateur</td> centrifuge <td>Eppendorf</td><td>5430R</td><td>Vitesse de rotation jusqu’à 6000&times ; g est nécessaire</td></tr><tr><td>Générateur d’azote gazeux</td><td>Puequ CO. LTD.</td><td>PNTN-2</td><td>La bouteille d’azote gazeux peut également être utilisée à la place du générateur de gaz</td></tr><tr><td>Spectromètre UV-vis</td><td>SHIMADZU</td><td>UV-1800</td><td>Utilisé pour l’optimisation de la densité cellulaire</td></tr><tr><td>Potentiostat</td><td>BioLogic</td><td>VMP3</td><td>Utilisé pour la formation de biofilms et les expériences d’effet isotopique cinétique</td></tr><tr><td>Circulateur d’eau thermique</td><td>AS ONE</td><td>TR-1A</td><td>Utilisé pour le maintien de la température du réacteur électrochimique</td></tr><tr><td>Cage de Faraday</td><td>HOKUTO DENKO</td><td>HS-201S</td><td>Utilisée pour les expériences électrochimiques</td></tr></tbody></table>

Électrochimique détection de cinétique effet isotopique sur extracellulaire transport d’électrons dans shewanella oneidensis mr-1

Electrochemical Detection of Deuterium Kinetic Isotope Effect on Extracellular Electron Transport in Shewanella oneidensis MR-1

Direct de détection électrochimique de c-type incorporés dans la membrane externe bactérienne du cytochrome complexes (membrane externe c-type du cytochrome complexes ; OM c- Cyts) a récemment émergé comme nouvelle méthode analytique cellule entière pour caractériser le transport des électrons bactérien de la chaine respiratoire à l’extérieur de la cellule, dénommé le transport des électrons extracellulaire (EET). Alors que la voie et la cinétique de l’écoulement d’électron au cours de la réaction de EET ont été étudiés, une méthode électrochimique cellule entière pour examiner l’impact du transport de cations associé à EET n’a pas encore été établie. Dans la présente étude, un exemple d’une technique biochimique pour examiner l’effet isotopique deutérium (KIE) sur EET par OM c- Cyts utilisant un microbe modèle, Shewanella oneidensis MR-1, est décrite. L’EIC sur le processus EET peut être obtenue si l’EET par OM c- Cyts agit comme l’étape cinétiquement limitante dans la production actuelle microbienne. À cette fin, avant l’ajout de D2O, le surnageant a été remplacé avec les supports neufs contenant une quantité suffisante de donneur d’électrons pour soutenir le taux de réactions métaboliques en amont et de retirer les cellules planctoniques un uniforme monocouche biofilm sur l’électrode de travail. Méthodes alternatives pour confirmer la limitante étape dans la production actuelle microbienne comme EET par OM c- Cyts sont également décrites. Notre technique d’un dosage électrochimique cellule entière pour étudier la cinétique du transport proton peut être appliquée à d’autres souches microbiennes électroactif.

Après 25 h de demande potentielle, à + 0,4 V (par rapport à elle), un biofilm monocouche a été formé sur l’électrode de travail du verre ITO, qui a été précédemment confirmée par un microscope électronique à balayage ou une microscopie confocale4. L’évolution temporelle représentatifs de la production actuelle de M. S. oneidensis -1 lors de la formation d’un biofilm monocouche est montrée dans la Figure 2. Bien que le courant ...

Nous présentons ici un protocole d’expériences électrochimiques cellule entière pour étudier la contribution du transport de protons au taux de transport des électrons extracellulaire par les cytochromes de la membrane externe complexes de Shewanella oneidensis MR-1.

Électrochimique détection de cinétique effet isotopique sur extracellulaire Transport d’électrons dans Shewanella oneidensis MR-1

Direct electrochemical detection of c-type cytochrome complexes embedded in the bacterial outer membrane (outer membrane c-type cytochrome complexes; OM ...

L’objectif général de ce protocole est d’observer la contribution du transport des protons au taux de transport des électrons extracellulaires bactériens par la détection de l’effet isotopique cinétique du deutérium. Notre méthode révèle l’impact du transport des protons sur la cinétique du transport extracellulaire des électrons, ou EET, des bactéries vers une électrode via des cytochromes de type c de la membrane externe. Notre test reflète la gestion native des protons dans EET car nous avons utilisé des bactéries vivantes plutôt que des enzymes purifiées.Cependant, notre défi était d’éliminer les bruits d’autres processus cellulaires. L’effet isotopique cinétique du deutérium, appelé KIE, est l’une des meilleures techniques pour examiner la contribution du transport des protons sur le processus de transport des électrons associé. Pour cultiver des cellules Shewanella MR-1, transférez une colonie de cellules cultivées sur une plaque de gélose dans 15 millilitres de milieu LB.Cultivez les cellules à 30 degrés Celsius pendant 24 heures dans des conditions aérobies avec agitation à 160 tr/min. Centrifugez la suspension cellulaire à 6 000 fois la gravité pendant 10 minutes. Ensuite,

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Nous décrirons une méthode de dosage du capteur électrochimique pour la détection rapide de bactéries et d'identification. L'essai comporte une matrice de capteurs fonctionnalisé avec de l'ADN d'oligonucléotides sondes de capture pour des séquences spécifiques d'espèces d'ARN ribosomique (ARNr). Sandwich hybridation de l'ARNr cible avec la sonde de capture et une sonde de détection d'oligonucléotides d'ADN lié à la peroxydase de raifort produit un courant ampérométrique mesurable.

Bacterial Detection &amp; identification au moyen de capteurs électrochimiques

Source : Tokunou, Y., et al, Détection électrochimique de l’effet de l’isotope cinétique du deutérium sur le transport extracellulaire d’électrons chez Shewanella oneidensis MR-1. J. Vis. Exp. (2018)Cette vidéo présente une méthode électrochimique à l’échelle d’une cellule entière pour évaluer comment le transfert de protons affecte le transport extracellulaire d’électrons (EET) dans les bactéries électroactives. En remplaçant les protons par des deutons à l’aide d’oxyde de deutérium, la...

Mesure de l’effet isotopique cinétique sur le transport microbien d’électrons à l’aide d’oxyde de deutérium

Les exosomes sont des structures microvésiculaires présentes dans les biofluides qui peuvent porter d’importants biomarqueurs discriminants de maladies. Ici, une nouvelle méthode est utilisée pour extraire spécifiquement les exosomes et tester rapidement la cargaison exosomale pour les cibles ARN/protéines après la perturbation des exosomes à l’aide d’ondes carrées cycliques électriques non uniformes.

Détection de biomarqueurs exosomales par déclenchement électrique induite par champ et évaluation (EFIRM)

Un protocole de mesure de conductivité électrique des biofilms microbiens vivant dans des conditions physiologiques pertinentes est présenté.

Caractérisation de Transport des électrons par l’intermédiaire de Biofilms de vie

flexibilité conformationnelle joue un rôle essentiel dans la fonction des protéines. Nous décrivons ici l'utilisation de la spectrométrie de masse à ionisation par électronébulisation couplée à l'échange hydrogène-deutérium résolue dans le temps pour sonder les changements structurels rapides qui favorisent la fonction des protéines ordonné et désordonné.

Résolue en temps d&#39;échange hydrogène Ionisation ElectroSpray-deuterium spectrométrie de masse pour l&#39;étude de la structure des protéines et dynamique

Ce protocole vise à surveiller par spectrophotométrie trans-plasma membrane transport d’électrons utilisant les accepteurs d’électrons extracellulaire et d’analyser les interactions enzymatiques qui peuvent survenir avec ces accepteurs d’électrons extracellulaire.

Trans-Plasma Membrane Transport des électrons par les Myotubes C2C12 de mesure

Sur le site microbienne enrichissement ou in situ des techniques culturales peuvent faciliter l’isolement de difficile-à-culture microbiennes taxons, surtout des milieux de faible biomasse ou géochimique extrême. Nous décrivons ici un montage électrochimique sans utiliser de source d’alimentation externe pour enrichir des souches microbiennes capables de transport d’électrons extracellulaire (EET).

Autoportant montage électrochimique pour enrichir les bactéries Anode-respirants sur place

Ce protocole présente un test rapide de sensibilité aux antimicrobiens (AST) en 2,5 heures par imagerie de diffusion Raman stimulée par une cellule unique du métabolisme D2O. Cette méthode s’applique aux bactéries dans l’urine ou l’environnement sanguin total, ce qui est transformateur pour l’AST phénotypique rapide à cellule unique en clinique.

Test rapide de sensibilité aux antimicrobiens par imagerie par diffusion Raman stimulée de l’incorporation de deutérium dans une seule bactérie

En tant que technique analytique, l’électrochimie à nanoimpact, une approche de plus en plus importante pour compter et caractériser les particules électro-inactives à l’échelle nanométrique, souffre d’une faible précision en raison des distributions de courant hétérogènes qui résultent de son utilisation d’ultramicroélectrodes. Il s’agit ici d’une approche généralisée, appelée « interruption électrocatalytique », qui améliore la précision de ces mesures.

Dimensionnement électrochimique précis de particules électro-inactives individuelles

Nous présentons ici un protocole pour caractériser le transfert d’électrons extracellulaires (EET) médié chez les bactéries lactiques à l’aide d’un système bioélectrochimique à trois électrodes et deux chambres. Nous illustrons cette méthode avec Lactiplantibacillus plantarum et le médiateur redox 1,4-dihydroxy-2-naphtoïque et fournissons une description détaillée des techniques électrochimiques utilisées pour évaluer l’EET médié.

Caractérisation du transfert d’électrons extracellulaire médié dans les bactéries lactiques à l’aide d’un système bioélectrochimique à trois électrodes et deux chambres

Ici, nous présentons un protocole d’utilisation de transistors électrochimiques organiques (OECT) pour traduire l’activité de transfert d’électrons extracellulaires (EET) chez Shewanella oneidensis en signaux électriques. Le système OECT hybride offre une robustesse, une sensibilité et un potentiel accrus pour des tests rapides et à haut débit, ce qui en fait un outil efficace pour les mesures EET.

Traduction des activités de transfert d’électrons extracellulaires à l’aide de transistors électrochimiques organiques

Découvrez la détection de l'effet isotopique cinétique du deutérium sur le transport d'électrons extracellulaire chez Shewanella oneidensis MR-1. Cette méthode électrochimique révèle l'impact du transport de protons sur la cinétique de transfert électronique bactérien.

Électrochimique détection de cinétique effet isotopique sur extracellulaire Transport d’électrons dans Shewanella oneidensis MR-1 (Vidéo) | JoVE Journal

Électrochimique détection de cinétique effet isotopique sur extracellulaire Transport d’électrons dans Shewanella oneidensis MR-1

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