Name: Génération d’organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites dans des mini-bioréacteurs faits maison (Vidéo) | JoVE Journal
Uploaded: 2021-12-11T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 16 s
Description: Découvrez la génération d'organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites dans des mini-bioréacteurs faits maison. Cette méthode permet d'obtenir des modèles 3D fidèles au tissu cérébral humain pour étudier les pathologies du système nerveux central.

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Ce travail a été soutenu par la subvention 075-15-2019-1669 du ministère de la Science et de l’Enseignement supérieur de la Fédération de Russie (analyse RT-PCR) et par la subvention n ° 19-15-00425 de la Fondation russe pour la science (pour tous les autres travaux). Les auteurs remercient également Pavel Belikov pour son aide au montage vidéo. Les figures du manuscrit ont été créées avec BioRender.com.

NOTE : Utiliser la technique stérile tout au long du protocole, à l’exception des étapes 1.2 et 1.3. Réchauffer tous les milieux de culture et les solutions à 37 °C avant de les appliquer sur les cellules ou les organoïdes. Cultivez des cellules dans un incubateur à CO2 à 37 °C dans 5 % de CO2 et 80 % d’humidité. Le schéma de protocole est illustré à la figure 1.
1. Transformer les boîtes de Petri en mini-bioréacteurs
<ol><li>Couper des tubes centrifuges stériles de 15 mL dans des anneaux de 7 à 8 mm de hauteur; autoclavez les anneaux.</li>
	<li>Casser les boîtes de Petri à faible adhérence, non traitées ou microbiologiques en miettes. Dissoudre environ 1 g de miettes de plastique dans 10 mL de chloroforme pendant la nuit pour préparer du plastique liquide. ATTENTION : Travailler dans une hotte aspirante.</li>
	<li>Vérifier que le plastique liquide résultant est suffisamment visqueux pour le pipetage; sa goutte conserve une forme sphérique et ne se propage pas à la surface. S’il est très liquide, ajoutez plus de miettes de plastique. S’il est épais, ajoutez du chloroforme.</li>
	<li>Faites un bouton en plastique au centre d’une boîte de Petri stérile à ultra-faible adhérence de 6 cm. Il existe deux façons également appropriées, comme détaillé ci-dessous.<ol>
<li>Placez l’anneau en plastique autoclavé au centre et déposez le plastique liquide à l’intérieur de l’anneau.</li>
		<li>Sans anneau en plastique, déposez le plastique liquide au centre de la boîte de Pétri.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Laissez la vaisselle ouverte pendant 2-3 h dans une hotte à écoulement laminaire jusqu’à ce qu’elle soit complètement séchée. Traitez les plats séchés avec un rayonnement ultraviolet pendant 15-20 min.</li>
</ol>2. Induction de la différenciation neuronale des CS IPC
<ol><li>Cultiver des CSPe dans le milieu des cellules souches pluripotentes jusqu’à 75-90% de confluence dans des boîtes de Petri de 35 mm pré-recouvertes d’une matrice constituée de protéines extracellulaires.</li>
	<li>Préparez un A-SR moyen. Voir le tableau 1 pour plus de détails.</li>
	<li>Aspirer le milieu de culture et ajouter 2 mL de milieu A-SR au jour 0 de la différenciation.</li>
	<li>Préparer le milieu A (voir tableau 2).</li>
	<li>Cultivez des cellules en milieu A pendant deux semaines à partir des jours 2 à 14, en les rafraîchissants dans des boîtes de Pétri tous les deux jours.</li>
</ol>3. La formation de sphéroïdes à partir de cellules précurseurs neuroépithéliales au jour 14
<ol><li>Au jour 14, fabriquer des sphéroïdes à partir de cellules précurseurs neuroépithéliales à l’aide d’une plaque de culture spéciale de 24 puits contenant environ 1 200 micropuits dans chaque puits(figure 2C). Suivez la procédure ci-dessous. REMARQUE: À ce stade de différenciation, une boîte de Petri de 35 mm contient généralement 3 à 3,5 x 106 cellules précurseurs neuroépithéliales. Ainsi, une boîte de Petri de 35 mm avec des cellules précurseurs neuroépithéliales est suffisante pour 3 à 4 puits de plaque de culture de 24 puits avec des micropuits.</li>
	<li>Préparer une plaque de culture de 24 puits avec des micropuits : À chaque puits, ajouter 1 mL de milieu A. Centrifuger brièvement à 1 300 x g pendant 5 min dans un rotor à godet oscillant équipé d’un support de plaque. Contrôlez au microscope qu’il n’y a pas de bulles dans les micropuits.</li>
	<li>Préparer le milieu B (Tableau 3).</li>
	<li>Retirer le milieu de la boîte de Pétri avec des cellules précurseurs neuroépithéliales; laver les cellules avec 2 mL de DMEM/F12. Pour le détachement cellulaire, traiter les cellules avec 1,5 mL de solution d’EDTA de 0,48 mM préparée dans du PBS. Contrôlez le détachement de la cellule au microscope.</li>
	<li>Récoltez les cellules dans un tube de 15 mL. Ajouter 5 mL de DMEM/F12 dans le tube pour laver les cellules. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min. Retirer le surnageant et ressuspender les cellules dans 2 mL de milieu B.</li>
	<li>Vérifiez la concentration cellulaire et la viabilité par coloration Trypan Blue et un hémocytomètre. Calculer le volume de suspension nécessaire pour contenir 1 x 106 cellules viables au total.</li>
	<li>Transférer la suspension cellulaire contenant 1 x 10 6 cellules danschaque puits d’une plaque de 24 puits avec des micropuits. Ajouter le milieu B jusqu’à 2 mL dans chaque puits, pipeter doucement les cellules de haut en bas plusieurs fois, et centrifuger brièvement 100 x g pendant 1 min pour capturer les cellules dans les micropuits. REMARQUE: Le nombre de cellules par puits ne doit pas dépasser 1 x 106. Sinon, les sphéroïdes des micropuits voisins fusionnent.</li>
	<li>Vérifiez au microscope que les cellules sont réparties uniformément dans les micropuits. Répétez le pipetage et la centrifugation si les cellules sont réparties de manière inégale.</li>
	<li>Incuber la plaque pendant la nuit pour laisser les cellules s’agréger en sphéroïdes.</li>
</ol>4. Obtention et culture d’organoïdes
<ol><li>Le lendemain matin (Jour 15), vérifiez la qualité des sphéroïdes au microscope. Assurez-vous qu’ils sont transparents et lisses, s’ils sont sains (Figure 2A, B). Recueillez soigneusement les sphéroïdes de chaque puits dans un tube de 15 mL, laissez les sphéroïdes précipiter par gravité pendant 2-3 minutes, puis retirez le surnageant.</li>
	<li>Ajouter aux sphéroïdes 2 mL de la matrice décongelée pendant le même temps sur la glace. Mélanger doucement par pipetage et incuber à température ambiante pendant 30 min.</li>
	<li>Pour laver l’excès de matrice, ajouter au tube 8 mL de milieu B. Pipette doucement, puis centrifuger le tube pendant 1 min à 100 x g. REMARQUE: Ne pas dépasser le temps et la vitesse de centrifugation pour éviter l’agrégation irréversible des sphéroïdes.</li>
	<li>Retirez le surnageant. Ajouter au tube 2 mL de milieu B, pipeter doucement. Répartir la suspension sphéroïde entre deux mini-bioréacteurs, contenant chacun 4 mL de milieu B. Placer les mini-bioréacteurs dans une boîte de Petri de 15 cm pour éviter l’évaporation de l’eau et éviter la contamination.</li>
	<li>Mettez la boîte de Petri avec des mini-bioréacteurs sur un agitateur orbital. Cultivez les organoïdes à une vitesse de rotation de 70-75 tr / min.</li>
	<li>Le jour 16, préparez le milieu C (tableau 4).</li>
	<li>Transférer les organoïdes dans un tube de 15 mL. Pendant 5 min, laissez-les tomber au fond, aspirez le surnageant, ajoutez 5 mL de milieu C. Retournez les organoïdes dans les mini-bioréacteurs. REMARQUE: Veillez à ne pas perdre les sphéroïdes, qui sont transparents et à peine visibles.</li>
	<li>Cultivez les sphéroïdes en C moyen pendant deux semaines, en rafraîchissant le milieu tous les deux jours. À la fin de ces deux semaines, laissez environ 100 sphéroïdes par mini bioréacteur pour la culture suivante. Congeler les sphéroïdes excessifs dans un milieu de congélation dans de l’azote liquide.</li>
	<li>Le jour 30, préparez le milieu D (Tableau 5).</li>
	<li>Changez le milieu de culture en milieu D, qui est un milieu de maturation. Rafraîchir le milieu de culture tous les 2-3 jours pendant trois semaines, puis utiliser le milieu D sans BDNF et GDNF.</li>
</ol>

<ol><li>Marchetto, M. C., Winner, B., Gage, F. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Pluripotent+stem+cells+in+neurodegenerative+and+neurodevelopmental+diseases%5BTitle%5D)+AND+%22Human+Molecular+Genetics%22%5BJournal%5D)">Pluripotent stem cells in neurodegenerative and neurodevelopmental diseases.</a> Human Molecular Genetics. 19, 71-76 (2010).</li>
<li>Lee, C. T., Bendriem, R. M., Wu, W. W., Shen, R. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((3D+brain+Organoids+derived+from+pluripotent+stem+cells%3A+promising+experimental+models+for+brain+development+and+neurodegenerative+disorders%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biomedical+Science%22%5BJournal%5D)">3D brain Organoids derived from pluripotent stem cells: promising experimental models for brain development and neurodegenerative disorders.</a> Journal of Biomedical Science. 24 (1), 1-12 (2017).</li>
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<li>Jo, J., Xiao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Midbrain+like+organoids+from+human+pluripotent+stem+cells+contain+functional+dopaminergic+and+neuro+melanin+producing+neurons%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Midbrain like organoids from human pluripotent stem cells contain functional dopaminergic and neuro melanin producing neurons.</a> Cell Stem Cell. 19 (2), 248-257 (2016).</li>
<li>Matsui, T. K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Six-month+cultured+cerebral+organoids+from+human+ES+cells+contain+matured+neural+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Neuroscience+Letters%22%5BJournal%5D)">Six-month cultured cerebral organoids from human ES cells contain matured neural cells.</a> Neuroscience Letters. 670, 75-82 (2018).</li>
<li>Trujillo, C. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complex+oscillatory+waves+emerging+from+cortical+organoids+model+early+human+brain+network+development%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Stem+Cell%22%5BJournal%5D)">Complex oscillatory waves emerging from cortical organoids model early human brain network development.</a> Cell Stem Cell. 25 (4), 558-569 (2019).</li>
<li>Eremeev, A. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Necessity+Is+the+mother+of+invention%E2%80%9D+or+inexpensive%2C+reliable%2C+and+reproducible+protocol+for+generating+organoids%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry+%28Moscow%29%22%5BJournal%5D)">Necessity Is the mother of invention” or inexpensive, reliable, and reproducible protocol for generating organoids.</a> Biochemistry (Moscow). 84 (3), 321-328 (2019).</li>
<li>Qian, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Generation+of+human+brain+region%E2%80%93specific+organoids+using+a+miniaturized+spinning+bioreactor%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Protocols%22%5BJournal%5D)">Generation of human brain region–specific organoids using a miniaturized spinning bioreactor.</a> Nature Protocols. 13, 565-580 (2018).</li>
<li>Matsui, T. K., Tsuru, Y., Hasegawa, K., Kuwako, K. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Vascularization+of+human+brain+organoids%5BTitle%5D)+AND+%22Stem+Cells%22%5BJournal%5D)">Vascularization of human brain organoids.</a> Stem Cells. 39 (8), 1017-1024 (2021).</li>
<li>Hall, G. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Patterned%2C+organoid-based+cartilaginous+implants+exhibit+zone+specific+functionality+forming+osteochondral-like+tissues+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Biomaterials%22%5BJournal%5D)">Patterned, organoid-based cartilaginous implants exhibit zone specific functionality forming osteochondral-like tissues in vivo.</a> Biomaterials. 273, 120820(2021).</li>
<li>Zachos, N. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+enteroids%2Fcolonoids+and+intestinal+organoids+functionally+recapitulate+normal+intestinal+physiology+and+pathophysiology%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Biological+Chemistry%22%5BJournal%5D)">Human enteroids/colonoids and intestinal organoids functionally recapitulate normal intestinal physiology and pathophysiology.</a> Journal of Biological Chemistry. 291, 3759-3766 (2016).</li>
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<li>Kadoshima, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Self-organization+of+axial+polarity%2C+inside-out+layer+pattern%2C+and+species-specific+progenitor+dynamics+in+human+ES+Cell-derived+neocortex%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+U.+S.+A%22%5BJournal%5D)">Self-organization of axial polarity, inside-out layer pattern, and species-specific progenitor dynamics in human ES Cell-derived neocortex.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences U. S. A. 110, 20284-20289 (2013).</li>
</ol>

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Le protocole décrit comporte deux étapes cruciales permettant la génération d’organoïdes de haute qualité de taille uniforme. Tout d’abord, les organoïdes se développent à partir de sphéroïdes qui sont presque identiques en nombre de cellules et en maturité cellulaire. Deuxièmement, les bioréacteurs faits maison fournissent à chaque organoïde un environnement uniforme, où les organoïdes ne s’encombrent pas ou ne collent pas ensemble.
La qualité cellulaire et l’état de maturation cellulaire son...

Les modèles humains dérivés de l’iPSC sont largement utilisés dans les études des troubles neurodéveloppementaux et neurodégénératifs1. Au cours de la dernière décennie, les modèles de tissus cérébraux 3D, appelés organoïdes cérébraux, ont essentiellement complété les cultures neuronales 2D traditionnelles2. Les organoïdes récapitulent dans une certaine mesure l’architecture 3D du cerveau embryonnaire et permettent une modélisation plus précise. De nombreux protocoles sont publiés pour la génération d’organoïdes représentant différentes régions du cerveau : cortex cérébral3,4,5,cervelet6,mésencéphale, cerveau antérieur, hypothalamus7,8,9et hippocampe10. Il y a eu de multiples exemples d’utilisation d’organoïdes pour étudier les maladies du système nerveux humain11. En outre, les organoïdes ont été mis en œuvre dans les découvertes de médicaments12 et utilisés dans des études sur les maladies infectieuses, y compris le SARS-Cov-213,14.
Les organoïdes cérébraux peuvent atteindre plusieurs millimètres de diamètre. Ainsi, la zone interne de l’organoïde peut souffrir d’hypoxie ou de malnutrition et éventuellement devenir nécrotique. Par conséquent, de nombreux protocoles incluent des bioréacteurs spéciaux8,des agitateurs ou des systèmes microfluidiques15. Ces dispositifs peuvent nécessiter de grands volumes de milieux de culture cellulaire coûteux. En outre, le coût d’un tel équipement est généralement élevé. Certains bioréacteurs sont constitués de nombreuses pièces mécaniques qui les rendent difficiles à stériliser pour les réutiliser.
La plupart des protocoles souffrent de « l’effet batch »16, qui génère une variabilité significative entre les organoïdes obtenus à partir des cSI identiques. Cette variabilité entrave les tests de dépistage de drogues ou les études précliniques nécessitant une uniformité. Le rendement élevé des organoïdes suffisant pour sélectionner des organoïdes de taille uniforme peut résoudre partiellement ce problème.
Le facteur temps est également un problème important. Matsui et al. (2018) ont montré que les organoïdes cérébraux ont besoin d’au moins six mois pour atteindrela maturité 17. Trujillo et al. (2019) ont également démontré que l’activité électrophysiologique ne se produisait dans les organoïdes qu’après six mois de culture18. En raison du long temps de maturation des organoïdes, les chercheurs lancent souvent une nouvelle différenciation avant de terminer la précédente. De multiples processus parallèles de différenciation nécessitent des dépenses, des équipements et des espaces de laboratoire supplémentaires.
Nous avons récemment développé un mini bioréacteur qui résout principalement les problèmes mentionnés ci-dessus19. Ce bioréacteur fait maison se compose d’une boîte de Petri à très faible adhérence ou non traitée avec un bouton en plastique au centre. Ce bouton en plastique empêche l’encombrement des organoïdes et leur conglutination au centre de la boîte de Pétri, qui est causée par la rotation du shaker. Cet article décrit comment ce mini bioréacteur maison peu coûteux et simple permet de générer des organoïdes cérébraux de haute qualité en grande quantité.

<table><tbody><tr><td>Advanced DMEM/F-12</td><td>Gibco</td><td>12634010</td><td>DMEM/F-12</td></tr><tr><td>AggreWell400</td><td>STEMCELL Technologies Inc</td><td>34425</td><td>Plaque de culture à 24 puits avec micropuits Supplément</td></tr><tr><td>B-27 Supplément Gibco</td><td></td><td>17504044</td><td>Supplément neuronal B</td></tr><tr><td>Supplément GlutaMAX</td><td>Gibco</td><td>35050061</td><td>200 mM L-alanyl-L-glutamine</td></tr><tr><td>Humain BDNF</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-096-285</td><td></td></tr><tr><td>Humain FGF-2</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-093-839</td><td></td></tr><tr><td>Humain GDNF</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-096-290</td><td></td></tr><tr><td>KnockOut Remplacement sérique</td><td>Gibco</td><td>10828028</td><td>Remplacement sérique</td></tr><tr><td>mTESR1</td><td>STEMCELL Technologies Inc</td><td>85850</td><td>Milieu de cellules souches pliripotentes</td></tr><tr><td>N2 Supplément</td><td>Gibco</td><td></td><td></td>17502001</tr><tr><td>Milieu neurobasal</td><td>Gibco</td><td>21103049</td><td>Milieu basal pour l’entretien des cellules neuronales</td></tr><tr><td>Pénicilline-Streptomycine Solution</td><td>Gibco</td><td>15140130</td><td></td></tr><tr><td>Plasmocin</td><td>InvivoGen</td><td>ant-mpt-1</td><td>Antimicrobiens</td></tr><tr><td>Purmorphamine</td><td>EMD Millipore</td><td>540220</td><td></td></tr><tr><td>StemMACS Y27632</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-106-538</td><td>Y27632</td></tr><tr><td>StemMACS Dorsomorphin</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-104-466</td><td>Dorsomorphin</td></tr><tr><td>StemMACS LDN-193189</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-106-540</td><td>LDN-193189</td></tr><tr><td>StemMACS SB431542</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-106-543</td><td>SB431542</td></tr><tr><td>Trypan Blue Solution</td><td>Gibco</td><td>15250061</td><td></td></tr><tr><td>Versen solution</td><td>Gibco</td><td>15040066</td><td>0,48 mM d’EDTA dans le</td></tr> <tr><td>PBS&bêta ;-mercaptoéthanol</td><td>Gibco</td><td>31350010</td><td></td></tr></tbody></table>

génération d’organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites dans des mini-bioréacteurs faits maison

Brain Organoid Generation from Induced Pluripotent Stem Cells in Home-Made Mini Bioreactors

L’organoïde cérébral dérivé de l’iPSC est une technologie prometteuse pour la modélisation in vitro des pathologies du système nerveux et le dépistage des médicaments. Cette technologie a émergé récemment. Il en est encore à ses balbutiements et a encore certaines limites non résolues. Les protocoles actuels ne permettent pas d’obtenir des organoïdes de manière suffisamment cohérente pour la découverte de médicaments et les études précliniques. La maturation des organoïdes peut prendre jusqu’à un an, poussant les chercheurs à lancer plusieurs processus de différenciation simultanément. Il impose des coûts supplémentaires pour le laboratoire en termes d’espace et d’équipement. En outre, les organoïdes cérébraux ont souvent une zone nécrotique au centre, qui souffre d’une carence en nutriments et en oxygène. Par conséquent, la plupart des protocoles actuels utilisent un système de circulation pour le milieu de culture afin d’améliorer la nutrition.
Pendant ce temps, il n’y a pas de systèmes dynamiques peu coûteux ou de bioréacteurs pour la culture d’organoïdes. Cet article décrit un protocole pour la production d’organoïdes cérébraux dans des mini-bioréacteurs compacts et peu coûteux fabriqués à la maison. Ce protocole permet d’obtenir des organoïdes de haute qualité en grande quantité.

Le schéma de protocole est illustré à la figure 1. Le protocole comprenait cinq milieux dans lesquels les CSPe se différenciaient en organoïdes cérébraux pendant au moins un mois. La différenciation a commencé puis les CSPe ont atteint la confluence de 75 à 90 %(Figure 2A,B). Les premiers signes de différenciation vers les neurones ont été observés aux jours 10 à 11 de la culture de l’iPSC dans le milieu A lorsque les cellules ont commencé à se ...

Nous décrivons ici un protocole pour générer des organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme (CSI). Pour obtenir des organoïdes cérébraux en grande quantité et de haute qualité, nous utilisons des mini-bioréacteurs faits maison.

Génération d’organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites dans des mini-bioréacteurs faits maison

The iPSC-derived brain organoid is a promising technology for in vitro modeling the pathologies of the nervous system and drug screening. This technology ...

À ce jour, les organoïdes cérébraux différenciés des cellules souches pluripotentes sont un modèle 3D vitro le plus proche du tissu cérébral humain natif. En outre, les organoïdes cérébraux conviennent également à la modélisation de diverses pathologies du système nerveux central, au test de substances pharmacologiquement actives et à une utilisation en médecine régénérative. Pendant ce temps, cette technologie en est encore au stade initial de développement.Le protocole peut être divisé en deux groupes en fonction de la méthode d’obtention des agrégats et de la culture ultérieure avec différenciation. Le premier comprend le protocole et les schémas de différenciation, différents dans le temps de culture et les inducteurs de différenciation avec maturation ultérieure de l’organoïde dans le shaker dans des dispositifs spéciaux à faible adhérence comme les tubes ou les plaques de marché. Un autre groupe comprend l’utilisation d’un bioréacteur spécial.L’analyse de divers protocoles a montré que les organoïdes doivent être cultivés dans des conditions de milieu nutritif circulant. Cependant, l’absence de systèmes simples et peu coûteux pour obtenir des organoïdes de taille et de morpho

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JoVE Journal

Developmental Biology

Biologie du développement

La vidéo montre une méthode de génération d’organoïdes cérébraux humains à partir de cellules souches pluripotentes induites. Il montre comment la neurosphère forme une couche neuroectodermique, qui supprime la formation d’autres couches germinales. Les neurosphères sont intégrées dans une matrice de gel 3D et forment des bourgeons neuroépithéliaux. Lorsqu’ils sont incubés avec des organes organoïdes, ces bourgeons neuroépithéliaux se différencient en régions cérébrales spécifiques, ce qui...

Une méthode in vitro pour générer des organoïdes cérébraux humains

Cette vidéo montre un test permettant de générer des organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites (iPSC). Les iPSC humaines sont amenées à former des corps embryoïdes (EB). Les EB sont cultivés sur un échafaudage polymère à l’aide d’un milieu d’induction, favorisant la différenciation en cellules souches neurales, cellules progénitrices et neurones immatures. Enfin, les EB sont intégrés dans une matrice et transférés dans un milieu d’entretien pour la formation...

Génération d’organoïdes cérébraux dérivés de cellules souches pluripotentes induites

Cette vidéo présente une technique permettant de générer des organoïdes cérébelleux matures à partir de cellules souches pluripotentes induites (CSPi) à l’aide d’un bioréacteur 3D à usage unique. Le bioréacteur facilite la formation d’agrégats d’iPSC, qui sont ensuite traités avec une série de milieux de culture enrichis en facteurs de croissance et en chimiokines qui induisent la différenciation des agrégats d’iPSC en organoïdes cérébelleux matures. Par la suite, les organoïdes sont récoltés...

Génération d’organoïdes cérébelleux matures à partir de cellules souches pluripotentes induites à l’aide de bioréacteurs à usage unique

Organoïdes cérébrales représentent un nouveau système modèle pour étudier au début cerveau humain développement in vitro. Cet article présente la méthodologie détaillée pour générer efficacement homogène du prosencéphale dorsale de type organoïdes à partir des cellules souches humaines pluripotentes induites notamment les étapes cruciales de caractérisation et validation.

Génération de type prosencéphale standardisées et reproductibles organoïdes cérébrale de l’homme induites par les cellules souches pluripotentes

Ce protocole a été généré comme un moyen de produire des organoïdes cérébraux d’une manière simplifiée et peu coûteuse sans facteurs de croissance exogènes ou matrice de membrane de sous-sol tout en maintenant la diversité des types de cellules cérébrales et de nombreuses caractéristiques de l’organisation cellulaire.

Une méthode statique auto-dirigée pour générer des organoïdes cérébraux à partir de cellules souches embryonnaires humaines

Ce protocole permet de différencier les cellules pluripotentes humaines en organoïdes intestinaux. Le protocole imite le développement humain normal en différenciant les cellules en une population d’endoderme définitif, d’endoderme de l’intestin postérieur, puis d’épithélium intestinal. Cela rend le protocole adapté à la fois à l’étude du développement intestinal et aux applications de modélisation des maladies.

Génération d’organoïdes intestinaux dérivés de hiPSC pour des applications de modélisation du développement et des maladies

Nous présentons des protocoles détaillés pour la génération et la caractérisation de modèles de développement néocortical basés sur des cellules souches pluripotentes induites par l’homme (hIPSC) 2D et 3D, ainsi que des méthodologies complémentaires permettant une analyse qualitative et quantitative de la biogenèse et de la fonction du cilium primaire (PC).

Modèles 2D et 3D à base de cellules souches pluripotentes induites par l’homme pour disséquer l’implication du cilium primaire au cours du développement néocortical

Ici, des méthodes détaillées pour générer, maintenir et caractériser des organoïdes de l’intestin grêle et du côlon dérivés de cellules souches pluripotentes humaines sont décrites. Ces méthodes sont conçues pour améliorer la reproductibilité, étendre l’évolutivité et réduire le temps de travail nécessaire au placage et au passage des organoïdes.

Génération, maintenance et caractérisation d’organoïdes intestinaux et coliques dérivés de cellules souches pluripotentes humaines

Ici, nous décrivons un protocole pour créer des organoïdes cardiaques humains (hHO) pertinents pour le développement en utilisant efficacement des cellules souches pluripotentes humaines par auto-organisation. Le protocole repose sur l’activation séquentielle des signaux de développement et produit des tissus cardiaques humains très complexes et fonctionnellement pertinents.

Génération d’organoïdes cardiaques humains auto-assemblés dérivés de cellules souches pluripotentes

Ce protocole présente une méthode de génération d’organoïdes vasculaires à l’aide de cellules souches pluripotentes humaines.

Génération d’organoïdes vasculaires à partir de cellules souches pluripotentes induites par l’homme

Découvrez la génération d'organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites dans des mini-bioréacteurs faits maison. Cette méthode permet d'obtenir des modèles 3D fidèles au tissu cérébral humain pour étudier les pathologies du système nerveux central.

Génération d’organoïdes cérébraux à partir de cellules souches pluripotentes induites dans des mini-bioréacteurs faits maison

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