1. Intracellulärt Ca 2 + mätning av enskilda celler KYSE-150, cellinje en människa esofagus skivepitelkarcinom (ECSS) odlas i 5% CO2 atmosfär vid 37 ° C i RPMI blandad 1640/Ham sektion F-12 medium (1:1) innehållande 5% fetalt bovint serum. KYSE-150-celler transfekteras med plasmider innehållande antingen shRNA specifikt mot Orai1 eller en kodad sekvens. Plasmiderna innehöll också en gen som kodar för rött fluorescerande protein (RFP) som en reporter, vilken drivs av en separat promotor. Cellerna odlas i glasbottnade skålar (Nr. 1,5 täckglas, MatTek, MA) under 48 timmar. Avlägsna mediet och tvätta cellerna med en balanserad saltlösning (BSS) (140 mM NaCl, 2,8 mM KCl, 2 mM CaCl2, 2 mM MgCl2, 10 mM HEPES, pH 7,2). Tillsätt 1 ml BSS-lösning innehållande 2 | iM Fura-2 acetoximetylester (Molecular Probes) i skålen och linda det hela skålen med folie för att protect från ljus. Inkubera cellerna under 40 min vid 37 ° C och sedan låta dem under ytterligare 15 min period vid rumstemperatur för att tillåta esterhydrolys för att slutföras. Tvätta cellerna med BSS två gånger. Montera skålen på scenen för Nikon TE200 inverterat mikroskop, som är ansluten till PTI spektrofluorometer med exciteringsvåglängder på 350 och 390 nm och emission vid 510 nm. De exakta exciteringsvåglängder som skall användas kan variera något beroende på optiken i varje individuellt system. De två våglängderna med bästa förhållandet dynamisk bestäms av exciteringsspektrum avsökning av Fura-2 salt i lösningar innehållande Ca 2 + som sträcker sig från 0 till 39,8 fim (eller högre koncentration vid vilken Fura-2 fluorescens är mättad). Upprätta ett system tyngdkraften perfusion med 4 olika lösningar i BSS: Ca 2 + (2 mM), EGTA (0,5 mM), EGTA-TG (thapsigargin, 5 pM), Ca2 +-2-APB (en SOCE hämmare, 75 iM). Datorstyrd automatiserad perfusipå system kan också användas. Markera de celler som uttrycker RFP i visualisering läge. Positionera öppningen spets perfusionssystemet vid 10x förstoring tills spetsen är precis ovanför området av intresse vid en 45 graders vinkel. Samtidigt registrera fluorescenssignaler F 350 nm och F 390 nm. Ratio (F 350 nm / F 390 nm) visas i den tredje fönstret. Ändra perfusionslösningar i följande ordning: Ca 2 +; EGTA; Ca 2 +; EGTA-TG; Ca 2 +; Ca2 +-2-APB. Det ovanstående protokollet kan modifieras för mätning av intracellulär Ca2 + i celler upphängningssystem. Kultur KYSE-150-celler i en T25-kolv med samma odlingsbetingelser som ovan. När cellerna når 90% konfluens, avlägsna mediet och tvätta cellerna med en BSS-lösning. Tillsätt 2,5 ml BSS-lösning innehållande 2 | iM Fura-2 AM och inkuberacellerna under 40 min vid 37 ° C följt av avförestring. Avlägsna BSS, tillsätt 2,5 ml trypsin till kolven och inkubera vid 37 ° C tills cellerna lossnar. Tillsätt sedan 2,5 ml odlingsmedium för att stoppa trypsinisering och skörda cellerna genom centrifugering vid 800 rpm under 5 minuter. Tvätta cellerna med odlingsmedium en gång till genom centrifugering och återsuspendera cellernas pelleten i BSS-lösning (utan tillsats av 2 mM CaCl 2, som innehåller M utbud Ca 2 +) och räkna cellerna numret med en hematometer. Lägg ~ 10 6 celler till en kvartskyvett (10 mm, Starna celler) och fyll upp volymen till 2 ml med BSS. Placera kuvetten (omrörning med en magnetisk stång) i spektrofluorometer. Samtidigt registrera fluorescenssignaler F 340 nm och F 380 nm med emissionsvåglängd på 510 nm. Driften protokoll är: BSS, tillsats av 0,5 pl EGTA (0,25 M förrådslösning), tillsats av 1 pl thapsigargin(TG, 10 mM stamlösning), tillsats av 4 pl Ca 2 + (1 M förrådslösning). 2. Mn kylning analys i odlade celler Utföra excitationsvåglängd avsökning av Fura-2 i lösningar innehållande olika Ca2 +-koncentrationen sträcker sig från 0 till 39,8 pM för att bestämma Ca koncentrationen oberoende våglängd som den isosbestiska punkten. Vanligtvis är den isosbestiska punkten vid eller omkring 360 nm. KYSE-150-celler odlas i glasbottnade skålar och laddades med Fura-2 AM. Ställa in perfusionssystemet med 5 olika BSS lösningar: Ca2 + (2 mM), EGTA / TG (0,5 mM och 5 ^ M respektive), Mn2 + (0,5 mM, utan tillsats av EGTA eller Ca 2 +, innehållande fri Ca 2 + i ^ M eller lägre), Mn2 + / 2-APB (75 pM), EGTA / Triton X-100 (0,1%). Montera skålen på scenen av mikroskopet och välj "Excitation Ratio"-läge med exciteringsvåglängder vid 360 nm och 390 nm och emission vid 510nm. Samtidigt registrera fluorescenssignaler F 360 nm och F 390 nm med Ratio (F 360 nm / F 390 nm) visas i den tredje fönstret. Driften protokoll är: Ca 2 + i 1 min för att stabilisera den fluorescens, Mn2 + för 30 sek, EGTA / TG under 10 min, Mn2 +-i 2 min, EGTA-Triton X-100 (0,1%) under 1 min för att erhålla den bakgrundsavläsning. Mn2 + / 2-APB-lösning kan användas i stället för Mn 2 + att undersöka avskaffas fluorescenssläckande, vilket indikerar att Mn2 +-inträde är genom SOCE reaktionsvägen. 3. Mn kylning analys i muskelcellerna C2C12, en mus myogena cellinje, odlas på glasbottnade skålarna i 5% CO2 atmosfär vid 37 ° C i DMEM-medium innehållande 10% fetalt bovint serum, 10% hästserum. Efter det att cellerna når sammanflytning är odlingsmediet till differentieringsmedium (avlägsna fetalt bovint serum och minskninge hästserum till 2,5%). De C2C12 myoblaster kommer differentiera till myotuber efter 4 dagar. Ladda C2C12 myotuber med en slutlig koncentration av 5 pM Fura-2 AM såsom beskrivits i 1,4-1,6. Tillsätt en slutlig koncentration av 20 ^ M N-bensyl-p-toluensulfonamid (BTS) för att inhibera muskelsammandragningar och rörelseartefakter orsakade av dem och tillåta 15 minuter före initiering av försöket. Montera skålen på scenen av mikroskopet kopplas till PTI enheten och ladda följande BSS lösningar i perfusionssystemet: 2 Ca 2 + (2 mM), 0 Ca 2 +, Mn 2 + (0,5 mM), Mn 2 + / TG (0,5 mM, 20 mM, respektive). Upprätta perfusionssystemet enligt beskrivningen ovan. Samtidigt registrera fluorescenssignaler F 360 nm och F 390 nm med förhållandet (F 360 nm / F 390 nm) visas i den tredje fönstret. Driften protokoll är: 2 Ca 2 + i 1 min, 0 Ca 2 + i 1 min till flush bort Ca 2 +, Mn2 + för 0,5 min, Mn2 + / TG under 10 min, och Mn 2 + / EGTA-Triton X-100 (0,1%). 4. Rumsligt och tidsmässigt lösas SOCE i flådda muskelfibrer Bered följande lösningar. Isotonisk Tyrodes buffert: 140 mM NaCl, 5 mM KCl, 10 mM HEPES, 2 mM MgCl2, 2,5 mM CaCl2, pH 7,2, 290 mOsm Odlingsmedium: DMEM med 2% hästserum och 1% penicillin och streptomycin Tvättlösning # 1: 109,6 mM K-glutamat, 2 mM EGTA-KOH, 6,7 mM MgCl2, 2 mM ATP, 6 mM kreatinfosfat (CP), 20 mM N, N-bis (2-hydroxietyl)-2-aminoetansulfonsyra syra (BES)-KOH, pH 7,0 Tvättlösning # 2: 140 mM K-glutamat, 5 mM EGTA-KOH, 6,5 mM MgCl2, 2 mM ATP, 6 mM CP, 20 mM BES-KOH, pH 7,0 Flås-lösning: 140 mM K-glutamat, 6,5 mM MgCl2, 2 mM ATP, 6 mM CP, 20 mM BES-KOH, pH 7,0 TT-lastninglösning: 90,6 mM K-glutamat, 18 Na-glutamat mM, 0,55 mM CaCl2, 2 EGTA-KOH mM, 6,7 mM MgCl2, 5,4 mM ATP, 15 mM CP, 0,0025 mg / ml kreatinkinas (CK), 20 mM BES-KOH, 5 | iM karbonylcyanid-p-trifluoromethoxyphenylhydrazone (FCCP), pH 7,0, pCa 7,0 SR laddningslösningen: 107,8 mM K-glutamat, 0,98 mM CaCl2, 2 mM EGTA-KOH, 6,6 mM MgCl2, 5,4 mM ATP, 15 mM CP, 0,0025 mg / ml CK, 20 mM BES-KOH, 5 | iM FCCP, pH 7,0, pCa 6,6 SR utarmande lösning: 100 mM K-glutamat, 40 Na-glutamat mM, 10 EGTA-KOH mM, 10 mM 1,2-bis (o-aminofenoxi) etan-N, N, N ', N'-tetraättiksyra (BAPTA ), 0,35 mM MgCl2, 0,5 mM ATP, 1 mM CP, 20 mM BES-KOH, 5 | iM FCCP, pH 7,0. 25 mM caffeine/20 M thapsigargin (TG) tillsätts före experiment. Att dissekera extensor digitorum longus (EDL) muskler först fastställa mössen och ordna benet vid sidoläge och ta sedan bort huden från ankeln området upp till knäet, skärade ytliga muskelskikten i vävnaden för att exponera EDL, och avskilja både de övre och nedre senor att frigöra den intakta EDL-muskeln, och det är viktigt att hålla senor så länge som möjligt. EDL överförs till en Tyrode-lösning innehållande 0 Ca 2 + och 0,1 mM EGTA för att förhindra några kontraktioner. Under en stereomikroskop, använda två pincett för att hålla lägre isättning senor och dela EDL muskeln i två buntar. Upprepa processen för att få 4 och sedan 8 buntar. Det är kritiskt att senor förblir för var och en av de 8 buntar vid slutet av processen. Om de försvinner från vissa buntar, kassera dem. Under en stereomikroskop är varje EDL bunt band griped både senor och försiktigt sträcks till 3 ~ 4 separerade enda muskel fibrer kvar intakt med senor på båda sidor. Sätt 1 droppe Ca 2 + free Tyrode buffert i mitten av glaset botten skål, fastställa EDL remsorna direkt på skålen, snabbt ta bort så mycket som möjligt avlösning, så tejpen både senor med vattenfast tejp, och se till att bandet är tight. Tvätta fibern först med 0 Ca 2 + och sedan med en 2,5 mM Ca 2 + lösning 2 ggr. Om fibern hyper-kontrakt och skador upptäcks, kassera fibern. Om så behövs, kan fibern odlades under upp till 96 timmar, vilket möjliggör för genetiska manipulationer. Tvätta fibern 3 gånger med fullständigt odlingsmedium och tillsätt 2 ml medium i skålen, rum i 5% CO2 och 37 ° C inkubator. Före varje experiment, undersöka muskelfibrer och kassera de utan tydliga ränder eller med tecken på förorening, eller med tecken på skador som kontraktur av sarcolemmal membranet. Bra fibrer svarar på KCI, elektrisk stimulering, och koffein stimulering. Single muskelfibrer tvättas 3 gånger med tvättlösningen # 1 och badades i intracellulär-liknande skinnbildning lösning med 500 | iM Rhod-5N och 0,5 mM Ca 2 + i 5 min. <li> Använda en Tungsten nål fäst vid en pinne hållare, mekaniskt hud fibern under ett stereomikroskop, så tvärgående tubuli (TT) för att automatiskt återförslutningen och fånga Rhod-5N konjugerad med Ca 2 + i TT, tvätta skal fibrerna gånger med tvättlösning # 2. Den mekaniska skinning-processen är optimal när mindre än 25% av cellens bredd avlägsnas under skinning-processen. Att ladda den SR, är hy fibrer inkuberas med skinnbildning lösning innehållande 20 pM fluo-5N AM under 1 h vid rumstemperatur, följt av omfattande tvättning med användning tvättlösningen # 2, och inkubera under ytterligare 30 min för att medge fullständig de-esterifiering av färgämnet. Efter 30 min skal fibrer är visualiserades under 60X objektiv av det konfokala mikroskopet. Fluorescensbilder förvärvas vid våglängder av de motsvarande färgämnen (excitation vid 543 nm och emission är längre än 570 nm för Rhod-5N; excitation vid 488 nm och emission vid 530-560 nm för Fluo-5N). REGIons av intresse (ROI) väljs för varje färgämne belastade områden. Den experimentella protokollet är enligt följande: TT-lastning lösning för 120 s, SR-loading lösning för 120 s, SR-utarmning lösning för 400-750 s för att utarma SR Ca 2 + butik. Under denna process, förändringar i Rhod-5N intensiteten (TT Ca 2 +) och Fluo-5N intensitet (SR Ca 2 +) registreras skapa en bestämning tidsförlopp för relativa fluorescens förändringar i TT och SR. Medelvärdena för fluorescensintensitet från flera fibrer analyseras vidare. Den maximala belastningen intensitet vid slutet av TT / SR-lastning normaliseras till 100%. 5. Representativa resultat Vi undersökte SOCE aktivitet i KYSE-150-celler med användning av intracellulärt Ca 2 + mätning (fig. 2.). Användning RFP som rapportör, kan vi välja de individuella celler som transfekterats med plasmid innehållande specifika shRNA mot orai1, en gen som kodar för SOCE channel. Jämfört med celler transfekterade med plasmider innehållande rusning shRNA (svart kurva), den taga isär av Orai1 protein resulterar i minskad aktivitet SOCE (röd linje). SOCE i KYSE-150 celler bekräftades också med Mn 2 + kylning analys (Fig. 3.). Excitationsvåglängden av 360 nm rapporterar den isosbestiska punkten av Fura-2, där fluorescensen är oberoende av Ca2 +-koncentration. Efter TG helt slut ER Ca 2 + butiker, perfusion av Mn 2 + resulterade i en signifikant fluorescens minskning. Den totala SOCE aktivitet kan mätas genom minskningen hastighet av Fura-2 fluorescensintensitet med en brantare lutning indikerar en mer aktiv SOCE, medan ett grundare lutning enligt en mindre aktiv SOCE. Lutningen av fluorescens minskning i 2-APB-behandlade celler visade sig vara mycket grundare, vilket indikerade att SOCE aktivitet blockerades genom denna förening. Mn2 + var härdningshastigheter bestämdes av protokollet från de första 10 sekunderna, där härdning fortfarande var i linjära området utan mättnad. En liknande Mn2 +-störtkylning Analysen utfördes i muskeln (fig. 4.). I detta fall Mn 2 + applicerades tillsammans med TG. Medan TG var förbruka SR Ca 2 + butiker, ändrade fluorescenssläckande sluttningen gradvis tills den nådde sin maximala hastighet. Den sigmoidal kurva indikerar det graderade aktivering av SOCE under dessa experimentella betingelser. Friska intakta enstaka muskelfibrer i kultur visade tydlig och enhetlig ränder, inga tecken på föroreningar, och inga tecken på nedgång-inducerad skada. Dessa fibrer kunde krympa som svar på elektrisk stimulering eller depolariserande lösningar. Under konfokala avbildning visade flådd fiber fånga Rhod-5N färg i TT facket det karakteristiska däggdjur dublett mönster (VISUOrealiserade i den röda kanalen). Efter lastning av SR med Fluo-5N AM, var den typiska avbrutna SR mönstret synligt (i gröna kanalen). Vid perfusion av hudfärg fibern med TT / SR lastning lösningen, ökad fluorescensintensiteten av både Rhod-5N och Fluo-5N, vid perfusion med SR utarmning lösning, började fluorescens nivåer i SR facket och TT facket att minska, vilket tyder på täta koppling mellan SR Ca 2 + butiken utarmning och SOCE aktivering respektive (Fig 5.). Figur 1. Aktivering av lager manövrerad Ca 2 + inmatning (SOCE). Orai1 är en kanal porbildande enhet, belägen på plasmamembranet (PM) och STIM1, en Ca 2 + sensor är placerad på det endoplasmatiska eller sarkoplasmatiska retiklet (ER / SR)-membraner. När ER / SR Ca 2 + butiker reduceras antingen på grund av blockering av ER / SR Ca 2 + pump (SERCA) eller Ca 2 + frisättning genom IP-3-receptor eller ryanodinreceptorn är STIM1 aktiveras. Aktiverade STIM1 molekyler bildar fläckar och inducera aggregation av Orai1, vilket ytterligare leder aktivering av SOCE. Figur 2. Mätning av den intracellulära Ca 2 + i KYSE-150-celler. Utbyte av extracellulär lösning från 0 Ca 2 + (0,5 mM EGTA) och 2 mM Ca 2 + inducerade inte någon förändring i intracellulär Ca 2 +. 5 M TG i 0 Ca 2 + badlösningen inducerade passiva ER Ca 2 + frisättning. Efter ER Ca2 + lagrar utarmades (> 10 minuter), tillsats av extracellulärt Ca 2 + (2 mM) aktiveras en fördröjd intracellulär Ca 2 + höjdprofil genom SOCE, som kan blockeras av SOCE inhibitorer, t.ex. SKF-96.365 och 2 – APB (data inte visar). Celler som transfekterats med plasmider innehållande shRNA specifikt motorai1 (röd) visade signifikant minskade SOCE än celler transfekterade med scramble sekvens (svart). Figur 3. Mn2 +-släckning analys av SOCE i KYSE-150-celler. Släckning av Fura-2 fluorescens genom Mn2 + (0,5 mM) mättes vid Ca2 +-oberoende excitationsvåglängd av Fura-2 (360 nm). Cellerna behandlades med 5 | iM TG under 10 min för att fullständigt tömma ER Ca 2 + butiker. Sönderfallet lutning av Fura-2 fluorescens vid Mn2 +-tillsats (streckade linjer, inuti den första 10 sek) representeras av aktiveringen av SOCE, vilket uttrycktes som procent minskning i fluorescens per tidsenhet (det initiala värdet som 100%). Den maximalt kylda Fluorescenssignalen bildades vid slutet av experimentet genom att lysera cellerna med 0,1% Triton X-100 (som 0%). Celler behandlade med 2-APB (75 iM) visade en mycket grundarelutning, vilket tyder på SOCE blockeras av denna förening i KYSE-150-celler. Figur 4. Graderad aktivering av SOCE i muskelcellerna avslöjats genom Mn 2 + släcka analysen. Kan Aktivering av SOCE registreras när TG fick tömma SR Ca 2 + butiker. Samtidig applicering av Mn 2 + (0,5 mM) och TG (20 pM) inducerade en gradient-och sigmoidal minskning av intracellulärt Fura-2 fluorescens (cyan streckad linje för att visa den snabbaste släckning punkt), som var distinkt från den första Mn2 + släckning hastighet (blå streckad linje). Mn2 +-störtkylning lutning var nästan samma som basala nivå i celler behandlade 2-APB (75 pM), vilket antyder att SOCE inhiberades. Figur 5. Rumsligt och tidsmässigt lösas SOCE i skal muskelfiber. (A) RhOD-5N-salt satsades i TT och Fluo-5N AM infördes i SR. (B) Efter applicering Ca 2 + utarmning lösning minskade fluorescens i både TT och SR fack. Förlusten av Fluo-5N fluorescens anges hastigt släppte SR Ca 2 + innehåll och förlusten av Rhod-5N fluorescens föreslås aktivering av SOCE.