Summary

血液疾患における血管相互作用を研究するためのEndothelializedマイクロフルイディクス

Published: June 22, 2012
doi:

Summary

微小サイズのチャネル(<30μm)を持つマイクロ流体デバイスの全体の内部の三次元表面全体に文化内皮細胞単層をに方法が記載されています。この<em> in vitroで</em>微小血管モデルは、血液細胞、内皮細胞、血液疾患における可溶性因子との間の生物物理学的相互作用の研究を可能にします。

Abstract

微細加工技術の進歩により、マイクロ·nanoscales 1,2で生物学的および生化学的な実験を実施するための安価で再現性のあるマイクロ流体システムの生産を有効にしている。さらに、マイクロフルイディクスは、具体的にするため、簡単に動的な流体の環境及び生物学的条件3-6を制御する能力を、定量的に血液と血管のプロセスを分析するために使用されています。このように、研究者は最近では血液細胞の変形能、血液細胞の凝集、微小血管の血流、血液細胞血管内皮細胞の相互作用6-13勉強するマイクロ流体システムを使用しています。しかし、これらのマイクロ流体システムのいずれかの培養内皮細胞を含めたり、大きかったしませんでした微小血管の病理学的プロセスに関連するsizescaleより。培養内皮細胞を用いたマイクロ流体プラットフォームを正確に反復する携帯電話、物理的、およびhemodynその微小循環のアミック環境は微小血管を伴う血液疾患の根本的な生物物理学的病態の理解を促進するために必要です。

ここでは、血液疾患で発生する病理学的生物物理学の微小血管の相互作用を研究するために、標準的な内皮細胞培養技術と組み合わせて、シンプルな単一のマスクの微細加工プロセスを用いて、微小血管 in vitroモデル "endothelialized"を作成する方法を報告します。この "微小血管·オン·チップ"はしっかりと生物学的ならびに生物物理学的条件を制御し、標準的なシリンジポンプと明視野/蛍光顕微鏡を用いて操作された堅牢なアッセイを用いて研究を提供しています。このような微小循環血行状態、内皮細胞の種類、血液細胞の種類(s)と濃度(S)、薬物/阻害濃度等、などのパラメータはすべて容易に制御することができます。このように、私たちのマイクロシステムを提供します定量的に微小血管の流れが原因で、細胞接着、凝集し、変形能は、既存のアッセイでは使用できない機能に変化が損なわれている病気のプロセスを調査する方法。

Protocol

1。内皮マイクロデバイスの作製外側のマスクベンダにマイクロ流体デバイスのコンピュータ支援設計(CAD)図面を提出することによりフォトマスクを作成します。使用されるマスクは、ソーダライムガラス上にクロム層から構成されていた。このケースでは、微小流体チャネル幅は30μmであった。 15分間ピラニア(硫酸と過酸化水素の10:1比)ベアシリコンウェーハを洗浄し、…

Discussion

私たちのendothelializedマイクロデバイス·システムは、in vivoの実験ではと組み合わせて使用するときに最も適していると、その還元のアプローチは、人間と動物モデルで観察された血液学的プロセスの生物物理学的メカニズムの解明に役立つことがあります。さらに、我々のシステムには限界がないわけではない。例えば、我々の流体チャネルは、クロスセクションの正方形です?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我々は、T.ハント、M.ローゼンブルース、そして彼らのアドバイスや有用な議論のためのラムラボに感謝します。私たちは、ジョージア工科大学の電子工学とナノテクノロジーのためのG.スピナーと研究所からの支援を認める。この仕事のための財政支援は、NIHの助成金K08-HL093360、UCSF REAC賞、NIHのナノメディシン開発センター賞PN2EY018244、アトランタの子供の医療の内皮細胞生物学のためのセンターからの資金によって提供されました。

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments
blunt point needle OK International 920050-TE Precision TE needle 20 Gauge x 1/2″, pink
dextran Sigma-Aldrich 31392  
Fibronectin Sigma-Aldrich F0895  
Hole puncher (pin vise) Technical Innovations    
Human umbilical cord endothelial cells (HUVECs) Lonza CC-2519  
Plasma cleaner Plasma PDC-326  
Polydimethylsiloxane (PDMS) Fisher Scientific NC9285739 Sylgard 184 Silicone Elastomer KIT
Sigmacote Sigma-Aldrich SL2  
SU-8 2025 Microchem Y111069  
SU-8 Developer Microchem Y020100  
Syringe pump Harvard Apparatus 70-3008 PHD-ULTRA
tubing(larger) Cole-Parmer Instrument Company 06418-02 Tygonreg microbore tubing, 0.020″ ID x 0.060″ OD
tubing(smaller) Cole-Parmer Instrument Company 06417-11 PTFE microbore tubing, 0.012″ ID x 0.030″ OD

Riferimenti

  1. Mezzano, D., Quiroga, T., Pereira, J. The Level of Laboratory Testing Required for Diagnosis or Exclusion of a Platelet Function Disorder Using Platelet Aggregation and Secretion Assays. Semin. Thromb. Hemost. 35, 242-254 (2009).
  2. Young, E. W. K., Beebe, D. J. Fundamentals of microfluidic cell culture in controlled microenvironments. Chemical Society Reviews. 39, 1036-1048 (2010).
  3. Young, E. W. K., Simmons, C. A. Macro- microscale fluid flow systems for endothelial cell biology. Lab on a Chip. 10, 143-160 (2010).
  4. Higgins, J. M., Eddington, D. T., Bhatia, S. N., Mahadevan, L. Sickle cell vasoocclusion and rescue in a microfluidic device. Proceedings of the National Academy of Sciences. 104, 20496-20500 (2007).
  5. Rosano, J. A physiologically realistic in vitro model of microvascular networks. Biomedical Microdevices. 11, 1051-1057 (2009).
  6. Meer, A. D. v. a. n. d. e. r., Poot, A. A., Duits, M. H. G., Feijen, J., Vermes, I. Microfluidic Technology in Vascular Research. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2009, (2009).
  7. Karunarathne, W., Ku, C. -. J., Spence, D. M. The dual nature of extracellular ATP as a concentration-dependent platelet P2X1 agonist and antagonist. Integrative Biology. 1, 655-663 (2009).
  8. Kotz, K. T. Clinical microfluidics for neutrophil genomics and proteomics. Nat. Med. 16, 1042-1047 (2010).
  9. Rosenbluth, M. J., Lam, W. A., Fletcher, D. A. Analyzing cell mechanics in hematologic diseases with microfluidic biophysical flow cytometry. Lab on a Chip. 8, 1062-1070 (2008).
  10. Shelby, J. P., White, J., Ganesan, K., Rathod, P. K., Chiu, D. T. A microfluidic model for single-cell capillary obstruction by Plasmodium falciparum-infected erythrocytes. Proceedings of the National Academy of Sciences. 100, 14618-14622 (1073).
  11. Borenstein, J. Functional endothelialized microvascular networks with circular cross-sections in a tissue culture substrate. Biomedical Microdevices. 12, 71-79 (2010).
  12. Nesbitt, W. S. A shear gradient-dependent platelet aggregation mechanism drives thrombus formation. Nat. Med. 15, 665-673 (2009).
  13. Prabhakarpandian, B., Shen, M. -. C., Pant, K., Kiani, M. F. Microfluidic devices for modeling cell-cell and particle-cell interactions in the microvasculature. Microvascular Research. 82, 210-220 (2011).
  14. Tsai, M. In vitro modeling of the microvascular occlusion and thrombosis that occur in hematologic diseases using microfluidic technology. The Journal of Clinical Investigation. , (2011).
  15. Green, D. A., Murphy, W. G., Uttley, W. S. Haemolytic uraemic syndrome: prognostic factors. Clinical & Laboratory Haematology. 22, 11-14 (2000).
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Citazione di questo articolo
Myers, D. R., Sakurai, Y., Tran, R., Ahn, B., Hardy, E. T., Mannino, R., Kita, A., Tsai, M., Lam, W. A. Endothelialized Microfluidics for Studying Microvascular Interactions in Hematologic Diseases. J. Vis. Exp. (64), e3958, doi:10.3791/3958 (2012).

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