口头传播的<em>单核细胞增生李斯特氏菌</em小鼠通过食入被污染的食物
Summary
本文介绍了一种新方法，口腔感染的小鼠使用<em>单核细胞增生李斯特氏菌</em>受污染的食物。该协议可以很容易地适应使用其他食源性细菌病原体。
Abstract
单核细胞增生李斯特菌是兼性细胞内细菌病原体引起的食源性感染人类。很少有人知道有关胃肠阶段的李斯特菌病，由于缺乏一个小的，密切模仿人类疾病的动物模型。本文介绍了一种新型的小鼠模型，口头传播研究菌等 。利用这个模型，小鼠灌胃L.单核细胞增生李斯特菌污染的面包有一个独立的阶段，胃肠道感染，易感（BALB / C / J /通过）或抗（C57BL / 6）小鼠品系不同程度的全身蔓延。在感染的后期阶段，胆和脑的传播观察。食源性李斯特菌病模型是高度可重复性，并不需要专门的技能，可以用各种各样的细菌菌株和实验室小鼠品系。因此，它是理想的模型来研究两个致病策略由L.单核细胞增生 </em>的促进肠道定植，以及侵入性食源性细菌感染的宿主反应。
Introduction
单核细胞增生李斯特氏菌是兼性细胞内细菌病原体引起的食源性感染人类。细菌耐许多用来保护我们的食物供应，如干燥过程，腌制，或制冷1,2和感染通常与处理，“准备吃”的食物，食用前没有加热。在以往一些爆发的来源L.单核细胞增生李斯特菌污染的食物经鉴定，受限制的组暴露个体密切监测3-6。在这些例子中，其他健康人的变化从一个温和的，自限性胃肠炎的临床疾病，更严重的肠道感染和全身感染，需要住院治疗。L.已与菌感染在免疫系统受损的个人，包括新生儿和老年人，死亡率高（25-30％），即使使用抗生素治疗<s高达7,8。鲜为人知的是，感染剂量L.菌 ，或主机执政后对感染的易感性口头传播的因素，主要是由于缺乏一个小动物模型，概括这种大范围感染的结果。
李斯特菌病模型使用最广泛的是静脉注射（ⅳ）接种小鼠。 IV模型是高度重复性好，一直是非常有用的学习幼稚和记忆T细胞应答过程中感染9,10。静脉模型的缺点是，它完全绕过肠道感染期。食物传播后，肠道粘膜提供一个屏障，它可能减慢和限制的数量的细菌，可以不断地传播到外周组织。相比之下，整个接种可以发现在脾和肝静脉给药后几分钟内，这个大丸有机体可能压倒先天的免疫Ð在这些组织efenses。口腔感染小鼠灌胃不常用，因为通常需要大剂量（10 -10 11 CFU）实现肠道定植10。此外，胃内（ig）可以与馈电针接种不产生可再现的期间全身扩散前的胃肠道感染。 研究报告说，一些实验室单核细胞增生达到脾脏和肝脏感染后4-12小时内（HPI），而其他人没有表现出全身扩散，直到48 HPI 11-15。这个实验室到实验室的变异可能是灌胃接种侵入性的后果，这可能会导致轻微外伤的食道里，并直接促进血液入侵的细菌。
我们最近开发出一种新的小鼠模型口服L.单核细胞增生李斯特菌感染，密切模仿人类疾病的所有阶段16。感染发生时，老鼠摄取件续氨化食品，是一个过程，非创伤性，并不需要专门的技能实验室调查。对于一个离散的一段时间（36-48小时），L。菌只重复殖民胃肠道，从而使致病性李斯特菌所使用的机制，转移整个肠道黏膜和传播外围组织调查。重要的是，该模型可用于研究在感染宿主固有电阻的差异。在先前的研究中，我们发现，通过/ J小鼠BALB / C /极易受到食源性李斯特菌病，指数复制L.发生菌在肠道，脾，肝，胆16。相比之下，C57BL / 6小鼠耐食源性感染，只有短暂的殖民L.发生在每个这些组织中的单核细胞增生李斯特菌 。食源性，密切模仿人类疾病模型的另外一个特点是自然传播到大脑感染的后期阶段（5-7 dpi）的过程中发生。
Protocol
Representative Results
Discussion
近交系小鼠喂养一天的时间，统一接受，他们愿意吃了被污染的面包，将取决于应变类型和小鼠17岁。根据我们的经验，6-9周龄B6小鼠是在一天中的任何时间接受喂食，但BALB小鼠不会坚持吃面包片，除非它是在他们的黑暗周期提供。用于安置动物的房间，可以改变光周期，所以黑暗阶段恰逢实验室工作人员正常工作日。然而，应给予老鼠至少两个星期来适应环境的改变的光周期在感染前。…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
这项工作是从美国国立卫生研究院（AI079442和AI091918）授予SEFD的补助支持
Materials
| Name of Reagent/Material | Company | Catalog Number | Comments |
| Brain Heart Infusion Agar | Difco | BD-241830 | |
| Lithium chloride | Sigma | L9650 | |
| Glycine | Omnipur | 4840 | |
| EDTA | Gibco | 15575-038 | |
| DTT | Sigma | D5545 | |
| Collagenase, type IV | Worthington | LS004089 | |
| DNAse I | Worthington | LS002007 | |
| Diff-Quik | Dade-Behring | B4132-1A | |
| PowerGen 1000 homogenizer | Fisher | 14-261-06 | |
| stainless steel type 304 mesh #80 | Small Parts, Inc. | CX-0080-C | |
| Cytospin | Statspin | M801-22 |
Riferimenti
- Becker, L. A., Evans, S. N., Hutkins, R. W., Benson, A. K. Role of sigmaB in adaptation of Listeria monocytogenes to growth at low temperature. Journal of Bacteriology. 182, 7083-7087 (2000).
- Neunlist, M. R., et al. Effect of salting and cold-smoking on the culturability, viability, and virulence of Listeria monocytogenes strain Scott A. Journal of Food Protection. 68, 85-91 (2005).
- Aureli, P., et al. An outbreak of febrile gastroenteritis associated with corn contaminated by Listeria monocytogenes. N. Engl. J. Med. 342, 1236-1241 (2000).
- Dalton, C. B., et al. An outbreak of gastroenteritis and fever due to Listeria monocytogenes in milk. N. Engl. J. Med. 336, 100-105 (1997).
- Frye, D. M., et al. An outbreak of febrile gastroenteritis associated with delicatessen meat contaminated with Listeria monocytogenes. Clin. Infect. Dis. 35, 943-949 (2002).
- Salamina, G., et al. A foodborne outbreak of gastroenteritis involving Listeria monocytogenes. Epidemiol. Infect. 117, 429-436 (1996).
- Mead, P. S., et al. Food-related illness and death in the United States. Emerging Infectious Diseases. 5, 607-625 (1999).
- Wing, E. J., Gregory, S. H. Listeria monocytogenes: Clinical and experimental update. The Journal of Infectious Disease. 185, S18-S24 (2002).
- Condotta, S. A., Richer, M. J., Badovinac, V. P., Harty, J. T. Probing CD8 T cell responses with Listeria monocytogenes infection. Advances in Immunology. 113, 51-80 (2012).
- Disson, O., et al. Modeling human listeriosis in natural and genetically engineered animals. Nat Protoc. 4, 799-810 (2009).
- Czuprynski, C. J., Faith, N. G., Steinberg, H. A/J mice are susceptible and C57BL/6 mice are resistant to Listeria monocytogenes infection by intragastric inoculation. Infect. Immun. 71, 682-689 (2003).
- Gajendran, N., et al. Regional IFNgamma expression is insufficient for efficacious control of food-borne bacterial pathogens at the gut epithelial barrier. Int. Immunol. 19, 1075-1081 (2007).
- Lecuit, M., et al. A transgenic model for listeriosis: role of internalin in crossing the intestinal barrier. Science. 292, 1722-1725 (2001).
- Pron, B., et al. Comprehensive study of the intestinal stage of listeriosis in a rat ligated ileal loop system. Infect. Immun. 66, 747-755 (1998).
- Wollert, T., et al. Extending the host range of Listeria monocytogenes by rational protein design. Cell. 129, 891-902 (2007).
- Ghanem, B. o. u., N, E., et al. InlA promotes dissemination of Listeria monocytogenes to the mesenteric lymph nodes during food borne infection of mice. PLoS Pathogens. , (2012).
- Kowal, M., Buda-Lewandowska, D., Plytycz, B., Styrna, J. Day/night food consumption in mice is strain and age-dependent. Folia Biol. (Krakow). 50, 1-3 (2002).
- Freitag, N. E., Port, G. C., Miner, M. D. Listeria monocytogenes – from saprophyte to intracellular pathogen. Nature reviews. Microbiology. 7, 623-628 (2009).
- Camejo, A., et al. The arsenal of virulence factors deployed by Listeria monocytogenes to promote its cell infection cycle. Virulence. 2, 379-394 (2011).
