Summary

Biosensor til detektion af antibiotikaresistente Staphylococcus Bakterier

Published: May 08, 2013
doi:

Summary

Lytiske fag biosensorer og antistof perler er i stand til at skelne mellem methicillin resistente (MRSA) og følsomme Staphylococcus bakterier. De fager immobiliseres ved en Langmuir-Blodgett metoden på en overflade af en kvartskrystalmikrovægt sensor og arbejdede som bredspektrede Staphylococcus-prober. Antistof-perler genkende MRSA.

Abstract

Et strukturelt transformeret lytisk bakteriofag med et bredt værtsområde af Staphylococcus aureus-stammer og en penicillin-bindende protein (PBP 2a) antistof konjugerede latexperler er blevet udnyttet til at skabe en biosensor konstrueret til diskrimination af methicillinresistente (MRSA) og følsomme (MSSA) S . aureus arter 1,2. De lytiske fager er blevet omdannet til fag spheroids ved kontakt med vand-chloroform interface. Fag kugleformede monolag er blevet flyttet over på en biosensor overflade ved Langmuir-Blodgett (LB) teknik 3.. De oprettede biosensorer er blevet undersøgt af en kvartskrystalmikrovægt med dissipation sporing (QCM-D) for at evaluere bakterier-fag interaktioner. Bakterier-kugleformede interaktioner førte til reduceret resonansfrekvens og en stigning i dissipation energi til både MRSA og MSSA stammer. Efter bakterielle bindende, er disse sensorer er yderligere udsat for penicillin-bindende protein-antistof latexperles. Sensorer analyseret med MRSA reageret på PBP 2a antistof perler, selvom sensorer inspicerede med MSSA gav ingen svar. Denne eksperimentelle skelnen afgør en entydig forskelsbehandling mellem methicillin resistente og følsomme S. aureus stammer. Lige bundet og ubundne bakteriofager undertrykke bakterievækst på overflader og i vand suspensioner. Når lytiske fager ændres til spheroids, de bevarer deres stærke lytisk aktivitet og vise høj bakteriel capture formåen. Fag og fag sfæroider kan anvendes til afprøvning og sterilisering af antibiotikaresistente mikroorganismer. Andre applikationer kan omfatte brug i bakteriofag terapi og antimikrobielle overflader.

Introduction

Methicillin resistente stammer af Staphylococcus aureus er blevet foreslået som en faktor i væsentlige infektioner og nosokomielle udbrud 4-8. Almindelige måder anerkendelsen af ​​methicillinresistens, såsom disk diffusion oxacillin agar skærmen test, eller bouillon mikrofortyndingsplader, afhængige skræddersyede dyrkningsbetingelser til at forbedre ekspressionen af ​​resistens. Ændringer omfatter udnyttelsen af ​​oxacillin, inkubation ved 30 eller 35 ° C i stedet for 37 ° C, og optagelsen af ​​NaCl til vækstmediet. Desuden er det for korrekt registrering af disse typer af teknikker, en lang inkubationstid på 24 timer i stedet for 16 til 18 år hr er påkrævet. Hurtige teknikker med passende (> 96%) niveau af følsomhed til identifikation af methicillinresistens omfatter automatiserede mikrofortyndingsplader teknikker såsom Vitek GPS-SA-kort, Rapid ATB Staph systemet og Rapid Microscan Panel system, som producerer resultater efter 3-11 hr 9-11. The Crystal MRSA ID systemet er en hurtig metode, baseret på anerkendelse af væksten i S. aureus i nærvær af 2% NaCl og 4 mg oxacillin per liter med en iltfølsomt fluorescens sensor. Reklamerede følsomheder ligge mellem 91 till 100% efter 4 timer inkubation 12-14. Disse fænotypiske metoder er begrænsede i deres nøjagtigheder med virkningen af ​​fremherskende stammer, der udtrykker heterogene modstand. Derfor er den bedste bredt accepteret metoder til anerkendelse af methicillinresistens er PCR eller DNA hybridisering af mecA genet 15.. Men denne teknik kræver oprenset DNA og er yderst følsomt over for forskellige tilsætninger (urenheder), som omfatter celledebris 16..

Desuden er disse teknikker har brug for en lang tid at udføre. Strategier til anerkendelsen af mecA genproduktet, protein PBP 2a, kan bruges til at bestemme modstanden og kan være mere pålidelige i forhold til standard testteknikker 17.

<p class = "jove_content"> er tidligere vist, at bakteriofag 12600 kan anvendes som en anerkendelse probe for Staphylococcus aureus stammer, herunder dem der methicillinresistens 1,2,18. I dette arbejde har vi foreslået en ny teknik i den specifikke genkendelse og sporing af MRSA, såsom anerkendelse af bakterier sammen med konformation af MRSA i realtid. Til dette specifikke formål a S. aureus bakteriofag med et bredt spektrum af værter (herunder MRSA stammer) kombineret med monoklonalt antistof mod protein (PBP 2a) er blevet anvendt. PBP 2a er en cellevæg-protein, og det er årsagen til antibiotikum resistivitet af MRSA. Men PBP 2a antistof er ikke specifik for S. aureus da nogle andre bakterier har antibiotiske proteiner med sekvenslighed med PBP 2a 19,20. Derfor i dette arbejde, S. aureus bakteriofag og antistoffer mod PBP 2a proteinet er blevet anvendt. At være i stand til at udvikle en biosensor til specifitisk registrere og identificere MRSA en enhed med en to trin er udnyttet. Det første skridt brugte en S. aureus bakteriofag monolag som en sensor probe, mens det andet trin anvendte PBP 2a specifikke antistoffer. Derfor trin man vil genkende S. aureus bakterier, vil som den anden være følsom over for antibiotikummet-bindende protein. Når signaler modtaget fra to trin er positiv, indikerer det specifikke påvisning af MRSA.

Protocol

1.. Indstilling af Stage Opnå typestamme S. aureus ATCC 12600, S. aureus ATCC 27690 og Bacillus subtilis ATCC 6051. Methicillin-resistente stammer af S. aureus – MRSA1, MRSA 2, MRSA 5 MRSA 13, MRSA 26 MRSA 34, MRSA 45, B. anthracis Sterne, Salmonella typhimurium LT2, Shigella flexneri, Yersinia enterocolotica, Proteus mirabilis, Klebsiella pneumoniae 13882, Den lytiske fag 12600. Opnå PBP 2a antistof konjugerede latexperler. …

Representative Results

Fagen viste lytisk aktivitet mod alle testede stammer af S. aureus, herunder MRSA-stammer, som angivet af fag spottest. Plaque størrelser generelt varierede fra 5 til 15 mm. Ingen aktivitet blev fundet mod andre test-kulturer (tabel 1). En normal vækst af S. aureus ATCC 12600 i NZY medium på rysteinkubator ved 37 ° C er vist i figur 1A (en kurve mærket ved tomme cirkler). Antallet af bakterier steg fra 3,2 x 10 6-4,0 x 10 <s…

Discussion

Det er velkendt, at fager kan anvendes som biosensor prober for bakterielle patogener 28. Det er påvist i dette arbejde, fag sammen med PBP 2a antistoffer kan anvendes til at løse det gamle problem: hurtige diskrimination antibiotikaresistente og følsomme stammer.

Det konstateredes imidlertid de normale umodificerede stafylokok fager er ikke egnede til bakterier detektion med QCM enheder, selvom de binder bakterier. Fagen hale er så lang, at akustiske bølger ikke kan "n?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Arbejdet rapporteret heri blev støttet af tilskud fra Auburn University AUDFS og USAF CRADA 07-277-60MDG-01. Synspunkterne i denne artikel, er dem af forfatterne og ikke afspejler den officielle politik eller position i USA Air Force, Department of Defense, eller den amerikanske regering.

Materials

Reagents
Phosphate buffered saline (PBS) Sigma-Aldrich, St. Louis, MO P4417
spectrophotometric-grade chloroform Sigma-Aldrich, St. Louis, MO 154733 (99.8% A.C.S.)
Hexane-Anhydrous Sigma-Aldrich, St. Louis, MO 29609-0 (95%)
Ethyl Alcohol Pharmco products Inc. Brookfield, CT 64-17-5 190 Proof
Equipment
PBP 2a antibody conjugated latex beads Denka Seiken Co., Ltd, Tokyo, Japan The MRSA-Screen test
S. aureus ATCC 12600, S. aureus ATCC 27690 and Bacillus subtilis ATCC 6051 from American Type Culture Collection (Manassas, VA);
MRSA1, MRSA 2, MRSA 5, MRSA 13, MRSA 26, MRSA 34, MRSA 45, B. anthracis Sterne, Salmonella typhimurium LT2, Shigella flexneri, Yersinia enterocolotica, Proteus mirabilis, Klebsiella pneumoniae 13882; The lytic phage 12600 The culture collection of Auburn University, Auburn, AL
Centrifuge Beckman Coulter Optima L-90K Ultra Centrifuge
KSV 2200 LB film balance KSV Chemicals, Finland
Light microscope optical system CitoViva Technology Inc., Auburn, AL
QCM-D Q-Sense AB, Västra Frölunda, Sweden E4
Scanning electron microscope (SEM) JEOL USA Inc., Peabody, MA JEOL-7000F SEM
Transmitting electron microscopy (TEM) JEOL USA Inc., Peabody, MA JEOL, JEM 2010
Stericup, Presterilized Millipore Corporation, Billerica, MA SCGPU05RE 0.22 μm, GP Express PLUS membrane
Bio-Assay dish NUNC A/S, Denmark 240835 Dimensions(mm), 245 x 245 x 25
Pipettes Gilson, Pipetman, France P100, P200, P1000
C24 Incubator Shaker New Brunswick Scientific, CT Classic C24
Gold-coated quartz pieces Auburn University, AL Homemade
Petri dishes Fisher Brand, USA 0875713 100 mmX15 mm
SterilGard III Advance The Baker Company, ME SG403
Culture Growing Flasks Corning Incorporated, NY 4995 PYREX 250 ml Erlenmeyer flasks
Optical Spectrometer Genesys 20. Thermo Spectronic, USA. 4001
Plasma Cleaner Harrick Plasma, USA PDC-32G
Millipore water purification system Millipore Direct-Q
Imaging Ellipsometer Accurion, USA nanofilm_ep3se
Software Q-Sense AB, Sweden QSoft, QTools

Riferimenti

  1. Guntupalli, R., Sorokulova, I., Krumnow, A., Pustovyy, O., Olsen, E., Vodyanoy, V. Real-time optical detection of methicillin-resistant Staphylococcus aureus using lytic phage probes. Biosens. Bioelectron. 24, 151-154 (2008).
  2. Guntupalli, R., Sorokulova, I., et al. Detection and identification of methicillin resistant and sensitive strains of Staphylococcus aureus using tandem measurements. J. Microbiol. Methods. 90, 182-191 (2012).
  3. Guntupalli, R., Sorokulova, I., Long, R., Olsen, E., Neely, W., Vodyanoy, V. Phage Langmuir monolayers and Langmuir-Blodgett films. Colloids and Surfaces, B: Biointerfaces. 82, 182-189 (2011).
  4. Barie, P. S. Antibiotic-resistant gram-positive cocci: implications for surgical practice. World. J. Surg. 22, 118-126 (1998).
  5. Byun, D. E., Kim, S. H., Shin, J. H., Suh, S. P., Ryang, D. W. Molecular epidemiologic analysis of Staphylococcus aureus isolated from clinical specimens. J. Korean Med. Sci. 12, 190-198 (1997).
  6. Duan, L., Lei, H., Huang, E., Yi, G., Fan, W. Drug resistance of Staphylococcus aureus from lower respiratory tract. Zhonghua Yiyuanganranxue Zazhi. 21, 1667-1668 (2011).
  7. Giamarellou, H., Papapetropoulou, M., Daikos, G. K. Methicillin resistant’ Staphylococcus aureus infections during 1978-79: clinical and bacteriologic observations. J. Antimicrob. Chemother. 7, 649-655 (1981).
  8. Knopf, H. J. Nosocomial infections caused by multiresistant pathogens. Clinical management exemplified by multiresistant Staphylococcus aureus. Urologe A. 36, 248-254 (1997).
  9. Knapp, C. C., Ludwig, M. D., Washington, J. A. Evaluation of differential inoculum disk diffusion method and Vitek GPS-SA card for detection of oxacillin-resistant staphylococci. J. Clin. Microbiol. 32, 433-436 (1994).
  10. Struelens, M. J., Nonhoff, C., Van, D. A., Philippe Mertens, R., Serruys, E. Evaluation of rapid ATB Staph for 5-hour antimicrobial susceptibility testing of Staphylococcus aureus. J. Clin. Microbiol. 33, 2395-2399 (1995).
  11. Woods, G. L., LaTemple, D., Cruz, C. Evaluation of MicroScan rapid gram-positive panels for detection of oxacillin-resistant staphylococci. J. Clin. Microbiol. 32, 1058-1059 (1994).
  12. Knapp, C. C., Ludwig, M. D., Washington, J. A. Evaluation of BBL crystal MRSA ID system. J. Clin. Microbiol. 32, 2588-2589 (1994).
  13. Qadri, S. M., Ueno, Y., Imambaccus, H., Almodovar, E. Rapid detection of methicillin-resistant Staphylococcus aureus by Crystal MRSA ID System. J. Clin. Microbiol. 32, 1830-1832 (1994).
  14. Zambardi, G., Fleurette, J., et al. European multicentre evaluation of a commercial system for identification of methicillin-resistant Staphylococcus aureus. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 15, 747-749 (1996).
  15. Chambers, H. F. Methicillin resistance in staphylococci: molecular and biochemical basis and clinical implications. Clin. Microbiol. Rev. 10, 781-791 (1997).
  16. Brown, D. F. J., Edwards, D. I., et al. Guidelines for the laboratory diagnosis and susceptibility testing of methicillin-resistant Staphylococcus aureus (MRSA). J. Antimicrob. Chemother. 56, 1000-1018 (2005).
  17. Gerberding, J. L., Miick, C., Liu, H. H., Chambers, H. F. Comparison of conventional susceptibility tests with direct detection of penicillin-binding protein 2a in borderline oxacillin-resistant strains of Staphylococcus aureus. Antimicrobial Agents & Chemotherapy. 35, 2574-2579 (1991).
  18. Balasubramanian, S., Sorokulova, I. B., Vodyanoy, V. J., Simonian, A. L. Lytic phage as a specific and selective probe for detection of Staphylococcus aureus-A surface plasmon resonance spectroscopic study. Biosens. Bioelectron. 22, 948-955 (2007).
  19. Popham, D. L., Young, K. D. Role of penicillin-binding proteins in bacterial cell morphogenesis. Current Opinion in Microbiology. 6, 594-599 (2003).
  20. Wei, Y., Havasy, T., McPherson, D. C., Popham, D. L. Rod shape determination by the Bacillus subtilis class B penicillin-binding proteins encoded by pbpA and pbpH. J. Bacteriol. 185, 4717-4726 (2003).
  21. Grieco, S. H. H., Lee, S., Dunbar, W. S., MacGillivray, R. T. A., Curtis, S. B. Maximizing filamentous phage yield during computer-controlled fermentation. Bioprocess and Biosystems Engineering. 32, 773-779 (2009).
  22. Olsen, E. V., Pathirana, S. T., Samoylov, A. M., Barbaree, J. M., Chin, B. A., Neely, W. C., Vodyanoy, V. Specific and selective biosensor for Salmonella and its detection in the environment. J. Microbiol. Methods. 53, 273-285 (2003).
  23. Pathirana, S. T., Barbaree, J., Chin, B. A., Hartell, M. G., Neely, W. C., Vodyanoy, V. Rapid and sensitive biosensor for Salmonella. Biosens. Bioelectron. 15, 135-141 (2000).
  24. Sauerbrey, G. The use of quartz oscillators for weighing thin layers and for microweighing. Z. Phys. 155, 206-222 (1959).
  25. Hook, F., Rodahl, M., Brzezinski, P., Kasemo, B. Energy Dissipation Kinetics for Protein and Antibody-Antigen Adsorption under Shear Oscillation on a Quartz Crystal Microbalance. Langmuir. 14, 729-734 (1998).
  26. Griffith, J., Manning, M., Dunn, K. Filamentous bacteriophage contract into hollow spherical particles upon exposure to a chloroform-water interface. Cell. 23, 747-753 (1981).
  27. Hosseinidoust, Z., Van de Ven, T. G. M., Tufenkji, N. Bacterial Capture Efficiency and Antimicrobial Activity of Phage-Functionalized Model Surfaces. Langmuir. 27, 5472-5480 (2011).
  28. Schofield, D. A., Molineux, I. J., Westwater, C. Bioluminescent’ Reporter Phage for the Detection of Category A Bacterial Pathogens. J. Vis. Exp. (53), e2740 (2011).
  29. Voinova, M. V., Jonson, M., Kasemo, B. Missing mass” effect in biosensor’s QCM applications. Biosens. Bioelectron. 17, 835-841 (2002).
  30. Gervals, L., Gel, M., et al. Immobilization of biotinylated bacteriophages on biosensor surfaces. Sensors and Actuators. 125, 615-621 (2007).
  31. Nanduri, V., Sorokulova, I. B., Samoylov, A. M., Simonian, A. L., Petrenko, V. A., Vodyanoy, V. Phage as a molecular recognition element in biosensors immobilized by physical adsorption. Biosens. Bioelectron. 22, 986-992 (2007).
  32. Sorokulova, I., Watt, J., et al. Natural biopolymer for preservation of microorganisms during sampling and storage. J. Microbiol. Methods. 88, 140-146 (2012).
  33. Sanders, E. R. Aseptic Laboratory Techniques: Plating Methods. J. Vis. Exp. (63), e3064 (2012).
check_url/it/50474?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Guntupalli, R., Sorokulova, I., Olsen, E., Globa, L., Pustovyy, O., Vodyanoy, V. Biosensor for Detection of Antibiotic Resistant Staphylococcus Bacteria. J. Vis. Exp. (75), e50474, doi:10.3791/50474 (2013).

View Video