JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Immunologia e infezioni

Кормление клещей на животных для передачи и ксенодиагностика в Лайма исследования заболеваний

Published: August 31, 2013
doi:
10.3791/50617
, , ,
1Division of Bacteriology & Parasitology, Tulane National Primate Research Center,Tulane University Health Sciences Center

Summary

Болезнь Лайма является наиболее часто сообщил трансмиссивных заболеваний в Северной Америке. Возбудитель, Borrelia Burgdorferi является спирохета бактерия передается иксодовые клещи. Передача и обнаружение инфекции в животных моделях оптимизирована с использованием клеща питания, который мы описываем здесь.

Abstract

Передача этиологического агента болезни Лайма, Borrelia Burgdorferi, происходит путем присоединения и кормления крови видов иксодовых клещей на хостах млекопитающих. В природе этот зоонозных бактериальный возбудитель может использовать различные резервуарных хозяев, но белый ногой мышь (Реготузсиз leucopus) является основным резервуаром для личинок и нимф клещей в Северной Америке. Человек является случайным хозяином наиболее часто инфицированные B. Burgdorferi через укус клещей в нимфальной этапе. Б. Burgdorferi адаптируется к его хозяев на протяжении всего энзоотический цикл, поэтому возможность исследовать функции этих спирохеты и их влияние на хозяев млекопитающих требует использования клеща кормления. Кроме того, методика ксенодиагностика (используя естественный вектор для обнаружения и восстановления инфекционного агента) был полезным при изучении загадочного инфекции. Для того чтобы получить нимф клещей, которые укрывают B. Burgdorferi,клещи питаются живыми спирохеты в культуре через капиллярные трубки. Две модели на животных, мышей и приматов, наиболее часто используются для исследований болезни Лайма, связанных галочку кормление. Мы демонстрируем методы, с помощью которых эти клещи могут быть поданы на, и оправился от животных для любой инфекции или ксенодиагностика.

Introduction

В 2011 году болезнь Лайма была шестая наиболее распространенным Национально болезнью, подлежащей регистрации в Северной Америке ( http://www.cdc.gov/lyme/stats/index.html ). Б. Burgdorferi является универсальным микроб, как генетически и антигенно (отзывы в 1). Его генетический конституция включает в себя большой (> 900 Kb) хромосому и до 21 плазмид (12 линейных, 9 круглых), с содержанием плазмиды различной среди изолятов. Многое предстоит узнал об этом спирохета, как более 90% плазмиды открытых рамок считывания не имеют отношения к любым известным бактериальных последовательностей 2,3. Б. Burgdorferi представляет широкий спектр антигенов в качестве потенциальных мишеней иммунитета хозяина. Тем не менее, лечить инфекции часто сохраняется. Взаимодействие спирохеты с клеща среды и позвоночных среде принимающей требует адаптации Б. Burgdorferi всей инфекционного процесса. Несколько плазмиды кодировкегены, как известно, дифференциально экспрессируются в ответ на изменения температуры, рН, плотности клеток и даже стадии жизненного цикла клещ 4-8.

Изучение В. Burgdorferi адаптации на протяжении всей своей энзоотический цикл, и реакции хозяина после инфицирования по естественным путем полагается на способность кормить клещей на соответствующих животных моделях. Такие исследования будут выполнены с техническими проблемами генерации клещей, которые укрывают B. Burgdorferi, а также обеспечение эффективной передачи и / или подачу клещей на модели хозяина. Кроме того, локализация и сбор инфицированных клещей имеет важное значение. Среди моделей, используемых являются мыши и приматов, каждый из которых служит в качестве ценного инструмента в исследованиях болезни Лайма. Как и в белой ногой мыши, который является естественным резервуаром для B. Burgdorferi, лаборатория мыши очень восприимчивы хост, который поддерживает постоянное заражение B. Burgdorferi 9. Фолщие инфекции болезни восприимчивы мышей, таких как штамма С3Н, спирохеты распространять на многих тканях, включая кожу, мочевого пузыря, мышц, суставов и сердца. Воспалительные реакции на инфекции приводят к больного сердца и совместной ткани. В то время как спирохеты упорствовать в этом хозяина и остаются инфекционные, воспалительные поражения может стать прерывистым, мало чем отличается от процесса в организме человека. Модель мыши, таким образом, при условии, много информации о В. Burgdorferi-индуцированной патологии, в том числе артрит и кардитом и иммунного ответа 10-12. С точки зрения патогена, определенные гены дифференциально экспрессируются во время инфекции у млекопитающих были охарактеризованы, как и некоторые необходимые для передачи от клеща вектора 13-21.

Хотя несколько видов животных были использованы для изучения болезнь Лайма 22, макак-резусов наиболее близко имитируют полиорганной характер болезни человека 23. В отличие от другихживотные модели, широта проявлений болезни, таких как мигрирующая эритема, кардит, артрит, и невропатии из периферической и центральной нервной систем наблюдаются в макак. У мышей, являются природным резервуаром для B. Burgdorferi, болезнь зависит от линии мышей и возрасте 24 лет, в то время как ранние и поздние-вкрапленных проявления встречаются редко 9. Кроме того, другие грызуны, зайцеобразных, и клыки все не в проявляют неврологическое заболевание из B. Burgdorferi инфекции 25. Важно отметить, что макаки проявлять признаки, которые характерны для всех трех фаз болезни Лайма, а именно, в начале-локализованы, раннего распространяться и на поздней стадии болезни Лайма 26-28. Мигрирующая эритема (ЭМ), как полагают, происходят в 70-80% случаев заболевания людей 29, а также рассматривается в макак-резус 28,30. После инфицирования спирохеты распространять с месте прививки к нескольким органам. Спирохетозный ДНК была обнаружена в скелетных муscles, сердце, мочевой пузырь, периферических нервов и сплетений, а также в центральной нервной системе (головного мозга, мозжечка и ствола мозга, спинного мозга и твердой мозговой оболочки) 31.

Отметьте кормления на мышах была использована нами и другими исследовательскими группами для распространения клещей колоний, в водохранилище компетенции изучает 32-36 и в исследованиях В. Burgdorferi патогенез 37-40. Этот метод также используется для ксенодиагностика и испытания эффективности вакцины у мышей 41-44. Мы накормили иксодовых клещей на приматов для разработки модели 28, исследование эффективности вакцины 45, а для ксенодиагностика в оценке настойчивости лечения пост-антибиотика 46. Клещи этой гавани B. Burgdorferi можно поддерживать в естественном энзоотический цикл путем подачи личинок на инфицированных мышей и использование нимф для исследований, а спирохеты передаются через этапах жизни. В этом докладе, Мы поручаем о том, как генерировать клещей, инфицированных дикого типа или мутантного B. Burgdorferi, используя капиллярную трубку грудью. Это также может быть достигнуто путем микроинъекции 47 и 48 путем погружения. Цель искусственного введения B. Burgdorferi в клещи могут быть для изучения штаммов мутантных чьи трансмиссивности неизвестно, генерировать группу клещей с высоким уровнем инфекции, а также уменьшить вероятность возникновения ошибки на сохранении чистой и иным неинфицированных колонию галочку. Кроме того, мы демонстрируем галочку кормление на мышах и приматах, с тем чтобы обеспечить сдерживание и восстановление изобилует клещей. Использование клещевого кормления имеет важное значение для будущих исследований иммунного ответа на B. Burgdorferi инфекция, потенциальная эффективность вакцины Лайма, и ксенодиагностика для обнаружения оккультных инфекций.

Protocol

Экспериментальная схема клещей прививки и кормления по животных для исследования болезни Лайма изображен на рисунке 1. 1. Бактериологические нимфальных иксодовых клещей с В. Burgdorferi Использование капиллярная трубка вскармливания При вы?…

Representative Results

После завершения капиллярной кормления, клещи, как правило, отдыхали при 23 ° С в течение 2-3 недель, прежде чем они поступают на животных для передачи. Используя технику капиллярной грудью, мы обнаружили, что более 90% от подаваемого клещей гавань B. Burgdorferi. Процент положительных клещей…

Discussion

Для того чтобы получить клещей этой гавани B. Burgdorferi для последующих исследований, клещи могут быть: (1) подается на зараженных мышей в личиночной стадии; (2) погружается в B. Burgdorferi культуры на обоих личиночной или нимф этапе 48; (3) микроинъекции с В. Burgdorferi 47; или (4) к?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы поблагодарить Николь Hasenkampf и Аманда Tardo за технической поддержкой. Мы также благодарим доктора. Линден Ху и Адриана Marques для рекомендации удерживающего устройства LeFlap, и д-р Лиза Герн для обучения по методу капиллярного кормления. Эта работа была поддержана NIH / NCRR Грант 8 P20 GM103458-09 (КОЗ) и Национального центра научных исследований ресурсов и Управления научно-исследовательских программ в области инфраструктуры (ORIP) из Национального института здоровья в виде субсидий P51OD011104/P51RR000164.

Materials

Reagent
BSK-H Sigma B-8291
Ketamine HCl
Tangle Trap coating Paste Ladd research T-131
SkinPrep Allegro Medical Supplies 177364
LeFlap, 3″ x 3″ Monarch Labs
Hypafix tape Allegro Medical Supplies 191523
SkinBond Allegro Medical Supplies 554536
UniSolve Allegro Medical Supplies 176640
Biatane Foam, adhesive 4″x4″ Coloplast 3420
DuoDerm CGF Dressing – 4″ x 4″, (3/4)” adhesive border Convatec 187971
Nonhuman primate jackets with flexible 2″ back panels; add drawstrings at top and bottom Lomir Biomedical Inc.
EQUIPMENT
Pipet puller David Kopf Instruments Model 700C
Dark field microscope Leitz Wetzlar Dialux
Dissecting microscope Leica Zoom 2000
Mouse caging Allentown caging
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Porcella, S. F., Schwan, T. G. Borrelia burgdorferi and Treponema pallidum: a comparison of functional genomics, environmental adaptations, and pathogenic mechanisms. Journal of Clinical Investigation. 107, 651-656 (2001).
  2. Fraser, C. M., et al. Genomic sequence of a Lyme disease spirochaete, Borrelia burgdorferi. Nature. 390, 580-586 (1997).
  3. Casjens, S., et al. A bacterial genome in flux: the twelve linear and nine circular extrachromosomal DNAs in an infectious isolate of the Lyme disease spirochete Borrelia burgdorferi. Molecular Microbiology. 35, 490-516 (2000).
  4. Carroll, J. A., Garon, C. F., Schwan, T. G. Effects of environmental pH on membrane proteins in Borrelia burgdorferi. Infection & Immunity. 67, 3181-3187 (1999).
  5. Gilmore, R. D., Mbow, M. L., Stevenson, B. Analysis of Borrelia burgdorferi gene expression during life cycle phases of the tick vector Ixodes scapularis. Microbes & Infection. 3, 799-808 (2001).
  6. Ramamoorthy, R., Philipp, M. T. Differential expression of Borrelia burgdorferi proteins during growth in vitro. Infection & Immunity. 66, 5119-5124 (1998).
  7. Ramamoorthy, R., Scholl-Meeker, D. Borrelia burgdorferi proteins whose expression is similarly affected by culture temperature and pH. Infection & Immunity. 69, 2739-2742 (2001).
  8. Schwan, T. G., Piesman, J. Temporal Changes in Outer Surface Proteins A and C of the Lyme Disease-Associated Spirochete, Borrelia burgdorferi, during the Chain of Infection in Ticks and Mice. J. Clin. Microbiol. 38, 382-388 (2000).
  9. Barthold, S. W., de Souza, M. S., Janotka, J. L., Smith, A. L., Persing, D. H. Chronic Lyme borreliosis in the laboratory mouse. Am. J. Pathol. 143, 959-971 (1993).
  10. Barthold, S. W., de Souza, M. Exacerbation of Lyme arthritis in beige mice. Journal of Infectious Diseases. 172, 778-784 (1995).
  11. Barthold, S. W., Feng, S., Bockenstedt, L. K., Fikrig, E., Feen, K. Protective and arthritis-resolving activity in sera of mice infected with Borrelia burgdorferi. Clin. Infect. Dis. 25, S9-S17 (1997).
  12. Miller, J. C., Ma, Y., Crandall, H., Wang, X., Weis, J. J. Gene expression profiling provides insights into the pathways involved in inflammatory arthritis development: Murine model of Lyme disease. Experimental and Molecular Pathology. 85, 20-27 (2008).
  13. Purser, J. E., Norris, S. J. Correlation between plasmid content and infectivity in Borrelia burgdorferi. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97, 13865-13870 (2000).
  14. Grimm, D., et al. Outer-surface protein C of the Lyme disease spirochete: a protein induced in ticks for infection of mammals. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101, 3142-3147 (2004).
  15. Zhang, J. R., Norris, S. J. Kinetics and in vivo induction of genetic variation of vlsE in Borrelia burgdorferi. Infection & Immunity. 66 (1), 3689-3697 (1999).
  16. Hodzic, E., Feng, S., Freet, K. J., Borjesson, D. L., Barthold, S. W. Borrelia burgdorferi population kinetics and selected gene expression at the host-vector interface. Infection & Immunity. 70, 3382-3388 (2002).
  17. Hodzic, E., Feng, S., Freet, K. J., Barthold, S. W. Borrelia burgdorferi population dynamics and prototype gene expression during infection of immunocompetent and immunodeficient mice. Infection & Immunity. 71, 5042-5055 (2003).
  18. Liang, F. T., Nelson, F. K., Fikrig, E. Molecular adaptation of Borrelia burgdorferi in the murine host. Journal of Experimental Medicine. 196, 275-280 (2002).
  19. Samuels, D. S. Gene Regulation in Borrelia burgdorferi. Annual Review of Microbiology. 65, 479-499 (1146).
  20. Gilmore, R. D., et al. The bba64 gene of Borrelia burgdorferi, the Lyme disease agent, is critical for mammalian infection via tick bite transmission. Proceedings of the National Academy of Sciences. 107, 7515-7520 (2010).
  21. Fisher, M. A., et al. Borrelia burgdorferi σ54 is required for mammalian infection and vector transmission but not for tick colonization. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102, 5162-5167 (2005).
  22. Barthold, S. W. Animal models for Lyme disease. Laboratory Investigation. 72, 127-130 (1995).
  23. Pachner, A. R. Early disseminated Lyme disease: Lyme meningitis. American Journal of Medicine. 98, 30S-37S (1995).
  24. Barthold, S. W., Beck, D. S., Hansen, G. M., Terwilliger, G. A., Moody, K. D. Lyme Borreliosis in Selected Strains and Ages of Laboratory Mice. Journal of Infectious Diseases. 162, 133-138 (1990).
  25. Philipp, M. T., Johnson, B. J. Animal models of Lyme disease: pathogenesis and immunoprophylaxis. Trends in Microbiology. 2, 431-437 (1994).
  26. Roberts, E. D., et al. Pathogenesis of Lyme neuroborreliosis in the rhesus monkey: the early disseminated and chronic phases of disease in the peripheral nervous system. Journal of Infectious Diseases. 178, 722-732 (1998).
  27. Roberts, E. D., et al. Chronic lyme disease in the rhesus monkey. Laboratory Investigation. 72, 146-160 (1995).
  28. Philipp, M. T., et al. Early and early disseminated phases of Lyme disease in the rhesus monkey: a model for infection in humans. Infection & Immunity. 61, 3047-3059 (1993).
  29. Steere, A. C., Sikand, V. K., 348, T. r. e. a. t. m. e. n. t. .. N. .. E. n. g. l. .. J. .. M. e. d. .. The Presenting Manifestations of Lyme Disease and the Outcomes of Treatment. N. Engl. J. Med. 348, 2472-2474 (2003).
  30. Pachner, A. R., Delaney, E., O’Neill, T., Major, E. Inoculation of nonhuman primates with the N40 strain of Borrelia burgdorferi leads to a model of Lyme neuroborreliosis faithful to the human disease. Neurology. 45, 165-172 (1995).
  31. Cadavid, D., O’Neill, T., Schaefer, H., Pachner, A. R. Localization of Borrelia burgdorferi in the nervous system and other organs in a nonhuman primate model of lyme disease. Laboratory Investigation. 80, 1043-1054 (2000).
  32. Mather, T. N., Wilson, M. L., Moore, S. I., Ribiero, J. M. C., Spielman, A. Comparing the Relative Potential of Rodents as Reservoirs of the Lyme Disease Spirochete (Borrelia Burgdorferi).. American Journal of Epidemiology. 130, 143-150 (1989).
  33. Mather, T. N., Telford, S. R., Moore, S. I., Spielman, A. Borrelia burgdorferi and Babesia microti: Efficiency of transmission from reservoirs to vector ticks (Ixodes dammini). Experimental Parasitology. 70 (90), 55-61 (1990).
  34. Telford, S. R., Mather, T. N., Adler, G. H., Spielman, A. Short-tailed shrews as reservoirs of the agents of Lyme disease and human babesiosis. Journal of Parasitology. 76, 681-683 (1990).
  35. Mather, T. N., Fish, D., Coughlin, R. T. Competence of dogs as reservoirs for Lyme disease spirochetes (Borrelia burgdorferi). J. Am. Vet. Med. Assoc. 205, 186-188 (1994).
  36. Telford, S. R., Mather, T. N., Moore, S. I., Wilson, M. L., Spielman, A. Incompetence of deer as reservoirs of the Lyme disease spirochete. Am. J. Trop. Med. Hyg. 39, 105-109 (1988).
  37. Lin, T., et al. Analysis of an Ordered, Comprehensive STM Mutant Library in Infectious Borrelia burgdorferi: Insights into the Genes Required for Mouse Infectivity. PLoS ONE. 7, e47532 (2012).
  38. Lin, T., et al. Central Role of the Holliday Junction Helicase RuvAB in vlsE Recombination and Infectivity of Borrelia burgdorferi. PLoS Pathog. 5, e1000679 (2009).
  39. Jacobs, M. B., Norris, S. J., Phillippi-Falkenstein, K. M., Philipp, M. T. Infectivity of the Highly Transformable BBE02- lp56- Mutant of Borrelia burgdorferi, the Lyme Disease Spirochete, via Ticks. Infection and Immunity. 74, 3678-3681 (2006).
  40. Jacobs, M. B., Purcell, J. E., Philipp, M. T. Ixodes scapularis ticks (Acari: Ixodidae) from Louisiana are competent to transmit Borrelia burgdorferi, the agent of Lyme borreliosis. J. Med. Entomol. 40, 964-967 (2003).
  41. Bockenstedt, L., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S., Fish, D. Detection of Attenuated, Noninfectious Spirochetes in Borrelia burgdorferi-Infected Mice after Antibiotic Treatment. The Journal of Infectious Diseases. 186, 1430-1437 (2002).
  42. Barthold, S. W., et al. Ineffectiveness of tigecycline against persistent Borrelia burgdorferi. Antimicrobial Agents & Chemotherapy. 54, 643-651 (2010).
  43. de Silva, A. M., Telford, S. R., Brunet, L. R., Barthold, S. W., Fikrig, E. Borrelia burgdorferi OspA is an arthropod-specific transmission-blocking Lyme disease vaccine. Journal of Experimental Medicine. 183, 271-275 (1996).
  44. Fikrig, E., et al. Vaccination against Lyme disease caused by diverse Borrelia burgdorferi. Journal of Experimental Medicine. 181, 215-221 (1995).
  45. Philipp, M. T., et al. The outer surface protein A (OspA) vaccine against Lyme disease: efficacy in the rhesus monkey. Vaccine. 15, 1872-1887 (1997).
  46. Embers, M. E., et al. Persistence of Borrelia burgdorferi in Rhesus Macaques following Antibiotic Treatment of Disseminated Infection. PLoS ONE. 7, e29914 (2012).
  47. Kariu, T., Coleman, A. S., Anderson, J. F., Pal, U. Methods for Rapid Transfer and Localization of Lyme Disease Pathogens Within the Tick Gut. J. Vis. Exp. , e2544 (2011).
  48. Policastro, P. F., Schwan, T. G. Experimental infection of Ixodes scapularis larvae (Acari: Ixodidae) by immersion in low passage cultures of Borrelia burgdorferi. J. Med. Entomol. 40, 364-370 (2003).
  49. Broadwater, A. H., Sonenshine, D. E., Hynes, W. L., Ceraul, S., de Silva, A. M. Glass Capillary Tube Feeding: A Method for Infecting Nymphal Ixodes scapularis (Acari: Ixodidae) with The Lyme Disease Spirochete Borrelia burgdorferi. Journal of Medical Entomology. 39, 285-292 (2002).
  50. Hodzic, E., Feng, S., Holden, K., Freet, K. J., Barthold, S. W. Persistence of Borrelia burgdorferi following antibiotic treatment in mice. Antimicrob Agents Chemother. 52, 1728-1736 (2008).
  51. Bockenstedt, L. K., Mao, J., Hodzic, E., Barthold, S. W., Fish, D. Detection of attenuated, noninfectious spirochetes in Borrelia burgdorferi-infected mice after antibiotic treatment. Journal of Infectious Diseases. 186, 1430-1437 (2002).
  52. Schwan, T. G., Burgdorfer, W., Garon, C. F. Changes in infectivity and plasmid profile of the Lyme disease spirochete, Borrelia burgdorferi, as a result of in vitro cultivation. Infection and Immunity. 56, 1831-1836 (1988).

Tags

Tick FeedingLyme DiseaseBorrelia BurgdorferiIxodes TicksZoonotic PathogenReservoir HostsWhite-footed MousePeromyscus LeucopusNymphal TicksXenodiagnosisMammalian HostsSpirochetesAnimal ModelsMiceNonhuman Primates
check_url/it/50617?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Embers, M. E., Grasperge, B. J., Jacobs, M. B., Philipp, M. T. Feeding of Ticks on Animals for Transmission and Xenodiagnosis in Lyme Disease Research. J. Vis. Exp. (78), e50617, doi:10.3791/50617 (2013).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image