Summary

Impresión Moldes inversa termosensible para la Creación de modelado hidrogeles de dos componentes para el 3D de cultivo celular

Published: July 10, 2013
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Summary

Un bioprinter se utilizó para crear hidrogeles modelado basado en un molde de sacrificio. El molde poloxámero se rellenó con un segundo hidrogel y luego se eluyó, dejando huecos que estaban llenos de una tercera hidrogel. Este método utiliza elución rápida y buena capacidad de impresión de poloxámero para generar arquitecturas complejas a partir de biopolímeros.

Abstract

Bioprinting es una tecnología emergente que tiene su origen en la industria del prototipado rápido. Los procesos de impresión diferentes se pueden dividir en bioprinting contacto 1-4 (extrusión, pluma de la inmersión y la litografía blanda), 5-7 (transferencia de láser hacia adelante, la deposición de chorro de tinta) sin contacto bioprinting y técnicas basadas en láser, tales como dos fotones fotopolimerización 8. Se puede utilizar para muchas aplicaciones tales como la ingeniería de tejidos 9-13, 14-16 y microfabricación biosensor como una herramienta para responder a las preguntas biológicas básicas tales como las influencias de co-cultivo de diferentes tipos de células 17. A diferencia de métodos fotolitográficos o suave-litográfica comunes, bioprinting extrusión tiene la ventaja de que no requiere una máscara o sello separado. El uso de software CAD, el diseño de la estructura se puede cambiar rápidamente y ajusta de acuerdo con los requisitos del operador. Esto hace que bioprinting más flexible que la litografía basadaenfoques.

Aquí se demuestra la impresión de un molde de sacrificio para crear una estructura de múltiples materiales 3D utilizando una matriz de pilares dentro de un hidrogel como un ejemplo. Estos pilares podrían representar estructuras huecas de una red vascular o los tubos dentro de un conducto de guía del nervio. El material escogido para el molde de sacrificio era poloxámero 407, un polímero termosensible con excelentes propiedades de impresión que es líquida a 4 ° C y un sólido por encima de su temperatura de gelificación ~ 20 ° C durante 24,5 soluciones w / v 18%. Esta propiedad permite que el molde de sacrificio poloxámero basado en que se eluyó en la demanda y tiene ventajas con respecto a la lenta disolución de un material sólido, especialmente para geometrías estrechas. Poloxámero se imprimió en portaobjetos de vidrio para microscopio para crear el molde de sacrificio. La agarosa se pipeteó en el molde y se enfría hasta la gelificación. Después de la elución de la poloxámero en agua fría de hielo, los huecos en el molde de agarosa se llenaron con alginato de metacrilato spIKED con fibrinógeno marcado con FITC. Los huecos llenos fueron entonces reticuladas con UV y el constructo fue fotografiada con un microscopio de epifluorescencia.

Introduction

Enfoques de ingeniería de tejidos han avanzado mucho en los últimos años con respecto a la regeneración de tejidos y órganos humanos 19,20. Sin embargo, hasta ahora, el enfoque de la ingeniería de tejidos ha sido a menudo limitado a los tejidos que tienen una estructura simple o de pequeñas dimensiones, tales como la vejiga o la piel 21,22 23-25. El cuerpo humano, sin embargo, contiene muchos tejidos tridimensionales complejas en las que las células y la matriz extracelular están dispuestos de una manera espacialmente definido. Para la fabricación de estos tejidos, se requiere una técnica que puede colocar las células y los andamios de matriz extracelular dentro de una construcción de tres dimensiones en las posiciones especificadas. Bioprinting tiene el potencial de ser una técnica tal donde la visión de la fabricación de tejidos tridimensionales complejas puede ser realizado 10,11,26-28.

Bioprinting se define como "el uso de los procesos de transferencia de material para modelar y montaje biológicamente relmateriales nentes – moléculas, células, tejidos y biomateriales biodegradables. – con una organización prescrita para llevar a cabo una o más funciones biológicas "4 abarca varias técnicas diferentes que funcionan a diferentes resoluciones y escalas de longitud, que van desde la resolución sub-micras de dos polimerización de fotón 29 a una resolución de 150 micras a 420 micras para la impresión de extrusión 1,12,30. No es un único material o combinación de materiales va a satisfacer los requisitos de cada método 31. Para la impresión de extrusión, los parámetros clave son la viscosidad y el tiempo de gelificación 32, donde son deseables alta viscosidad y gelificación rápida.

La impresión 3D es una técnica que permite la fácil creación de moldes de sacrificio para crear geometrías complejas 30,33,34. Este proceso se basa en la construcción de un molde usando una técnica de prototipado rápido tal como un bioprinter extrusión. Se utiliza el molde de sacrificio creadopara formar estructuras complejas a partir de materiales que son difíciles de imprimir, debido a su baja viscosidad y tiempo de gelificación lenta. El método que aquí se presenta implica la creación de un molde de sacrificio consiste en un material que se disuelve rápidamente a baja temperatura y puede ser extruido con precisión. El bloque de copolímero de poli (etileno glicol) 99-poli (propilenglicol) 67-poli (etilenglicol) 99 (también conocido como Pluronic F127 o poloxámero 407) cumple estos requisitos. Ya se ha utilizado en una versión modificada en la impresión de extrusión 1, pero, a nuestro conocimiento, nunca se ha utilizado para la impresión en su versión sin modificar debido a su inestabilidad en ambientes líquidos. Poloxámero 407 también muestra un comportamiento de respuesta térmica inversa 18 es decir, que cambia de un gel a un sol tras el enfriamiento. Lo más importante es que se puede imprimir en las estructuras arbitrariamente curvas complejas con muy alta fidelidad. Esto permite la creación de un hidrogel estructurado a partir de unmaterial de baja viscosidad, en este caso de gelificación lenta de agarosa, con la pipeta la solución en el molde de sacrificio impreso. La combinación de la impresión del molde de sacrificio con alta fidelidad, y su elución rápida del hidrogel estructurado fundido hace que sea un método rápido y flexible para crear moldes con diferentes geometrías sin el uso de una máscara o un sello, ya que se requiere a menudo en métodos litográficos. El hidrogel estructurado fundido puede llenarse aún más con otro material que no es adecuado para la impresión de extrusión debido a su baja viscosidad. Esto es, en nuestro caso una solución metacrilato alginato de baja viscosidad. Aquí presentamos el método de sacrificio termosensible moldes inversa para modelar hidrogel utilizando el ejemplo de una matriz de pilar.

Protocol

1. Preparación de la solución de 407 Poloxámero Si está disponible, lleve a cabo la preparación de la solución de poloxámero en una habitación fría (4 ° C). Si no está disponible, colocar una botella de vidrio en un vaso de precipitados lleno de agua enfriada con hielo. A temperaturas más altas el poloxámero estará por encima del punto de gel y no se disuelve apropiadamente. Añadir 60 ml de solución de PBS frío de hielo en una botella de vidrio y se agita vigorosa…

Representative Results

Los resultados representativos muestran que la técnica inversa del molde (representado en la Figura 2) va a crear un gel estructurada que puede ser llenado con un segundo material. Al comienzo de cada proceso de impresión los parámetros de impresión están optimizados primero. Ajustes paso a paso de los parámetros darán como resultado construcciones multicapa impresos representadas en la Figura 3 y la Figura 4 cuando se imprimen líneas individuales. Si el espesor…

Discussion

Aquí se presenta, por primera vez, el uso de un polímero termosensible para un molde de sacrificio que se pueden eluyó rápidamente en agua fría debido a la transición de gel-sol de poloxámero de ~ 20 ° C. La velocidad de todo el proceso de poloxámero hace interesante para la rápida creación de estructuras de biopolímeros que no se puede imprimir con una resolución adecuada. La técnica descrita aquí puede ser utilizado para modelar un hidrogel dentro de otro hidrogel o para la creación de canales de micro…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos a Deborah Studer para la ayuda con el bioprinter.

El trabajo fue financiado por el Séptimo Programa Marco de la Unión Europea (FP7/2007-2013), bajo acuerdo de subvención n ° NMP4-SL-2009 hasta 229.292.

Materials

REAGENTS
Poloxamer (Pluronic F127) Sigma P2443
PBS Invitrogen 10010-015
CAD software regenHU BioCAD
Alginate methacrylate Innovent e.V Technologieentwicklung Jena Synthesized by Innovent for the FP7 Project Nr NMP4-SL-2009-229292
Fibrinogen From Human Plasma, Alexa Fluor 488 Conjugate Invitrogen F13191
Lithium phenyl-2,4,6-trimethylbenzoylphosphinate (LAP) Innovent e.V Technologieentwicklung Jena Synthesized by Innovent for the FP7 Project Nr NMP4-SL-2009-229292
Agarose Lonza 50004
EQUIPMENT
Bioprinter regenHU Biofactory
Valve regenHU 300 μm Nozzel Diameter
Needle regenHU 150 μm Inner Diameter
Zeiss Axioobserver with ApoTome Zeiss
UV Light Source UVP Blak-Ray B-100AP High Intensity UV Lamp 100 W

Riferimenti

  1. Fedorovich, N. E., et al. Evaluation of photocrosslinked Lutrol hydrogel for tissue printing applications. Biomacromolecules. 10, 1689-1696 (2009).
  2. Lee, K. B., Park, S. J., Mirkin, C. A. Protein nanoarrays generated by Dip-Pen Nanolithography. Abstr Pap Am Chem S. 223, C94 (2002).
  3. Whitesides, G. M., Ostuni, E., Takayama, S., Jiang, X., Ingber, D. E. Soft lithography in biology and biochemistry. Annual review of biomedical engineering. 3, 335-373 (2001).
  4. Mironov, V., Reis, N., Derby, B. Review: bioprinting: a beginning. Tissue engineering. 12, 631-634 (2006).
  5. Odde, D. J., Renn, M. J. Laser-guided direct writing of living cells. Biotechnology and bioengineering. 67, 312-318 (2000).
  6. Derby, B. Bioprinting: inkjet printing proteins and hybrid cell-containing materials and structures. J Mater Chem. 18, 5717-5721 (1039).
  7. Therriault, D., White, S. R., Lewis, J. A. Chaotic mixing in three-dimensional microvascular networks fabricated by direct-write assembly. Nature. 2, 265-271 (2003).
  8. Engelhardt, S., et al. Fabrication of 2D protein microstructures and 3D polymer-protein hybrid microstructures by two-photon polymerization. Biofabrication. 3, 025003 (2011).
  9. Mironov, V. Printing technology to produce living tissue. Expert opinion on biological therapy. 3, 701-704 (2003).
  10. Mironov, V., Kasyanov, V., Drake, C., Markwald, R. R. Organ printing: promises and challenges. Regenerative medicine. 3, 93-103 (2008).
  11. Mironov, V., Kasyanov, V., Markwald, R. R. Organ printing: from bioprinter to organ biofabrication line. Current opinion in biotechnology. 22, 667-673 (2011).
  12. Fedorovich, N. E., De Wijn, J. R., Verbout, A. J., Alblas, J., Dhert, W. J. Three-dimensional fiber deposition of cell-laden, viable, patterned constructs for bone tissue printing. Tissue engineering. Part A. 14, 127-133 (2008).
  13. Dhariwala, B., Hunt, E., Boland, T. Rapid prototyping of tissue-engineering constructs, using photopolymerizable hydrogels and stereolithography. Tissue engineering. 10, 1316-1322 (2004).
  14. Cook, C., Wang, T., Derby, B. Inkjet Printing of Enzymes for Glucose Biosensors. Mater Res Soc Symp P. 1191, 103-109 (2009).
  15. Cui, X., Gao, G., Qiu, Y. Accelerated myotube formation using bioprinting technology for biosensor applications. Biotechnol Lett. , 1-7 (2012).
  16. Wang, T. M., Cook, C., Derby, B. Fabrication of a Glucose Biosensor by Piezoelectric Inkjet Printing. , 82-85 (2009).
  17. Shim, J. H., Lee, J. S., Kim, J. Y., Cho, D. W. Bioprinting of a mechanically enhanced three-dimensional dual cell-laden construct for osteochondral tissue engineering using a multi-head tissue/organ building system. J. Micromech. Microeng. 22, (2012).
  18. Malmsten, M., Lindman, B. Self-Assembly in Aqueous Block Copolymer Solutions. Macromolecules. 25, 5440-5445 (1021).
  19. Cebotari, S., et al. Clinical application of tissue engineered human heart valves using autologous progenitor cells. Circulation. 114, I132-I137 (2006).
  20. Matsumura, G., Hibino, N., Ikada, Y., Kurosawa, H., Shin’oka, T. Successful application of tissue engineered vascular autografts: clinical experience. Biomaterials. 24, 2303-2308 (2003).
  21. Kropp, B. P., Zwischenberger, J. B. Tissue-engineered autologous bladders: new possibilities for cystoplasty. Nature clinical practice. Urology. 3, 588-589 (2006).
  22. Oberpenning, F., Meng, J., Yoo, J. J., Atala, A. De novo reconstitution of a functional mammalian urinary bladder by tissue engineering. Nature. 17, 149-155 (1999).
  23. Wood, F. Tissue engineering of skin. Clinics in plastic surgery. 39, 21-32 (2012).
  24. Groeber, F., Holeiter, M., Hampel, M., Hinderer, S., Schenke-Layland, K. Skin tissue engineering–in vivo and in vitro applications. Clinics in plastic surgery. 39, 33-58 (2012).
  25. Bannasch, H., Momeni, A., Knam, F., Stark, G. B., Fohn, M. Tissue engineering of skin substitutes. Panminerva medica. 47, 53-60 (2005).
  26. Jakab, K., Neagu, A., Mironov, V., Forgacs, G. Organ printing: fiction or science. Biorheology. 41, 371-375 (2004).
  27. Boland, T., Mironov, V., Gutowska, A., Roth, E. A., Markwald, R. R. Cell and organ printing 2: fusion of cell aggregates in three-dimensional gels. The anatomical record. Part A, Discoveries in molecular, cellular, and evolutionary biology. 272, 497-502 (2003).
  28. Mironov, V., et al. Organ printing: tissue spheroids as building blocks. Biomaterials. 30, 2164-2174 (2009).
  29. Raimondi, M. T., et al. Two-photon laser polymerization: from fundamentals to biomedical application in tissue engineering and regenerative medicine. Journal of applied biomaterials. 10, 56-66 (2012).
  30. Miller, J. S., et al. Rapid casting of patterned vascular networks for perfusable engineered three-dimensional tissues. Nature. 11, 768-774 (2012).
  31. Billiet, T., Vandenhaute, M., Schelfhout, J., Van Vlierberghe, S., Dubruel, P. A review of trends and limitations in hydrogel-rapid prototyping for tissue engineering. Biomaterials. 33, 6020-6041 (2012).
  32. Murphy, S. V., Skardal, A., Atala, A. Evaluation of hydrogels for bio-printing applications. Journal of biomedical materials research. Part A. 101, 272-284 (2013).
  33. He, J., Li, D., Liu, Y., Gong, H., Lu, B. Indirect fabrication of microstructured chitosan-gelatin scaffolds using rapid prototyping. Virtual and Physical Prototyping. 3, 159-166 (2008).
  34. Sachlos, E., Reis, N., Ainsley, C., Derby, B., Czernuszka, J. T. Novel collagen scaffolds with predefined internal morphology made by solid freeform fabrication. Biomaterials. 24, 1487-1497 (2003).
  35. Lee, W., et al. On-demand three-dimensional freeform fabrication of multi-layered hydrogel scaffold with fluidic channels. Biotechnology and bioengineering. 105, 1178-1186 (2010).
  36. Turturro, M., Christenson, M., Larson, J., Papavasiliou, G. Matrix metalloproteinase (MMP) sensitive PEG diacrylate (PEGDA) hydrogels with spatial variations in matrix properties direct vascular cell invasion. J. Tissue. 6, 302-302 (2012).
  37. Butterworth, A., Garcia, M. D. L., Beebe, D. Photopolymerized poly(ethylene) glycol diacrylate (PEGDA) microfluidic devices. Roy. Soc. Ch. , 4-6 (2005).
  38. Shachar, M., Tsur-Gang, O., Dvir, T., Leor, J., Cohen, S. The effect of immobilized RGD peptide in alginate scaffolds on cardiac tissue engineering. Acta biomaterialia. 7, 152-162 (2011).
  39. Jeon, O., Bouhadir, K. H., Mansour, J. M., Alsberg, E. Photocrosslinked alginate hydrogels with tunable biodegradation rates and mechanical properties. Biomaterials. 30, 2724-2734 (2009).
  40. Mauck, R. L., et al. Functional tissue engineering of articular cartilage through dynamic loading of chondrocyte-seeded agarose gels. J. Biomech. Eng-T Asme. 122, 252-260 (2000).
  41. D’Arrigo, G., et al. Hyaluronic acid methacrylate derivatives and calcium alginate interpenetrated hydrogel networks for biomedical applications: physico-chemical characterization and protein release. Colloid Polym. Sci. 290, 1575-1582 (2012).
  42. Pescosolido, L., et al. Hyaluronic Acid and Dextran-Based Semi-IPN Hydrogels as Biomaterials for Bioprinting. Biomacromolecules. 12, 1831-1838 (2011).
  43. Guo, Y., et al. Hydrogels of collagen/chondroitin sulfate/hyaluronan interpenetrating polymer network for cartilage tissue engineering. J. Mater. Sci-Mater. M. 23, 2267-2279 (2012).
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Citazione di questo articolo
Müller, M., Becher, J., Schnabelrauch, M., Zenobi-Wong, M. Printing Thermoresponsive Reverse Molds for the Creation of Patterned Two-component Hydrogels for 3D Cell Culture. J. Vis. Exp. (77), e50632, doi:10.3791/50632 (2013).

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