Summary

Procedure voor de ontwikkeling van multi-diepte Circulaire Cross-sectionele endotheel Microkanalen-on-a-chip

Published: October 21, 2013
doi:

Summary

Een microchannels-on-a-chip platform werd ontwikkeld door de combinatie van fotolithografische reflowable fotolak techniek, zachte lithografie, en microfluidics. Het endotheel microkanalen platform bootst de driedimensionale (3D) geometrie van in vivo micro-vaatjes, loopt onder gecontroleerde continue perfusie stroom, zorgt voor hoge kwaliteit en real-time beeldvorming en kan worden toegepast voor microvasculaire onderzoek.

Abstract

Inspanningen gericht op het ontwikkelen van in vitro assays voor de studie van microvaatjes omdat in vivo dierstudies zijn tijdrovend, duur en observatie en kwantificering zijn zeer uitdagend. Echter, conventionele in vitro assays microvaatje hebben beperkingen als die in vivo microvaatjes met betrekking tot driedimensionale (3D) geometrie en een continue vloeistofstroom. Met behulp van een combinatie van fotolithografische reflowable fotolak techniek, zachte lithografie, en microfluidics, hebben we een multi-diepte cirkelvormige dwarsdoorsnede endotheel microkanalen-on-a-chip, die de 3D-geometrie van de in vivo micro-vaatjes nabootst en draait onder gecontroleerde continue perfusie flow. Een positieve herplaatsbaar fotolak werd gebruikt om een ​​meester mal te fabriceren met een halfronde dwarsdoorsnede microchannel netwerk. Door de afstemming en binding van de twee polydimethylsiloxaan (PDMS) microchannels replvoor bestemde van de meester mal, werd een cilindrische microchannel netwerk gecreëerd. De diameters van de microkanalen kan goed worden gecontroleerd. Bovendien primaire humane navelstreng endotheelcellen (HUVEC) gezaaid in de chip bleek dat de cellen gevoerd het binnenoppervlak van de microkanalen in gecontroleerde perfusie die gedurende een tijdsperiode tussen 4 dagen tot 2 weken.

Introduction

Microvaatjes als onderdeel van het circulatiesysteem, bewerkstelligen de interactie tussen bloed en weefsels, ondersteunen metabolische activiteiten definiëren weefsel micro en spelen een belangrijke rol in vele gezondheids en pathologische omstandigheden. Recapitulatie van functionele microvaatjes in vitro kan een platform voor de studie van complexe vasculaire fenomenen. Echter, conventionele in vitro assays microvaatje, zoals endotheliale celmigratie testen buisvorming endotheliale assays en ratten en muizen aortaring assays, in staat zijn de opnieuw in vivo microvaatjes met betrekking tot driedimensionale (3D) geometrie als continu control 1-8. Studies microvaatjes met dierlijke modellen en in vivo assays, zoals corneale angiogenese assay, kuiken chorioallantoïsmembraan angiogenese assay en Matrigel plug assay, zijn tijdrovend, in hoge kosten, uitdaging met betrekking tot waarneming en kwantificering enethische kwesties 1, 9-13.

Vooruitgang in micromanufacturing en microfluïdische chip technologieën hebben verschillende inzichten mogelijk in biomedische wetenschappen terwijl vermindering de experimentele hoge kosten en complexiteit van de dieren in vivo studies 14, zoals gewoon strak gecontroleerde biologische omstandigheden en dynamische vloeibare milieus, die niet zou mogelijk met conventionele technieken macroschaal.

Hier presenteren we een aanpak om een endotheel construeren microchannels-on-a-chip, die de 3D-geometrie van de in vivo micro-vaatjes nabootst en draait onder gecontroleerde continue perfusie stroom door gebruik te maken van de combinatie van fotolithografische reflowable fotolak techniek, zachte lithografie, en microfluidics.

Protocol

1. Fotolithografie Fabrication van Photoresist Master Mold Het volgende protocol toont het proces om de microkanalen fabriceren met een diameter tussen 30-60 um. Een microkanaal komen met een kleinere diameter (kleiner dan 30 urn), een spin-coating fotoresist nodig. Breng de reflow fotolak van de koelkast bij 4 ° C tot de cleanroom 24 uur voor gebruik en laat het opwarmen tot kamertemperatuur. Schoon een silicium wafer en bak het gedurende een uur bij 150 ° C om deze t…

Representative Results

Onze benadering van de multi-diepte microkanaal netwerk vervaardigen bootst de complexe 3D geometrieën van in vivo microvaatjes, waarbij de microkanalen afgeronde doorsneden 15. Bovendien, de diameters van de ouder vertakkende kanalen en dochter kanalen ongeveer gehoorzamen Murray wet handhaven de fluïdumstroom op een vereist niveau, zodat de totale kanaal weerstand laag en stroomsnelheden zijn gelijk voor het gehele netwerk 16-18. De procedure en de resultaten voor de vervaardiging van …

Discussion

1. Meester schimmel fabricage

Een van de ontwerpen en de leidende beginselen voor vasculaire morphometry staat bekend als Murray's wet 16, waarin staat dat de verdeling van het schip diameters in het gehele netwerk wordt beheerst door minimale energie overweging. Het bepaalt ook dat de kubus van de diameters van een ouder schip op een vertakking is gelijk aan de som van de kubussen van de diameters van de dochter schepen ( <img alt="Vergelijking 1" fo:content-width="0.9in" …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit onderzoek werd gedeeltelijk ondersteund door de National Science Foundation (NSF 1227359), WVU EPSCoR programma gefinancierd door de National Science Foundation (EPS-1003907), WVU ADVANCE kantoor gesponsord door de National Science Foundation (1007978), en WVU PSCoR, respectievelijk. De microfabrication werk werd gedaan in WVU Shared Research Facilities (cleanroom-faciliteiten) en Microfluïdische Integratieve Cellular Research on Chip Laboratory (microchip Lab) bij Universiteit van West Virginia. De confocale beeldvorming werd gedaan bij WVU Microscope Imaging Facility.

Materials

Reagent/Material
Reflow Photoresist AZ Electronic Materials AZP4620
Developer AZ Electronic Materials AZ 400K
PDMS Dow Corning Corporation Sylgard 184
MCDB 131 Culture Medium Invitrogen 10372-019
NacBlue Nuclei Staining Invitrogen H1399
PKH Red Stain Sigma MINI26 and PKH26GL
Fibronectin Gibco PHE0023
L-Glutamine Sigma G7513
Phosphate Buffered Saline Invitrogen 14040-133
HEPES Buffered Saline Solution Lonza CC-5024
Trypsin/EDTA Invitrogen 25300-062
Trypsin Neutralizing Solution Lonza CC-5002
PDMS Curing Agent Dow Corning Corporation Sylgard 184
Primary Human Umbilical Vein Endothelial Cells Lonza CC-2517
Fetal Bovine Serum Lonza 14-501F
Diluent C Sigma CGLDIL
Hoechst33342 Invitrogen, Molecular Probes R37605
Dextran Sigma 95771
3.5% Paraformaldehyde Electron Microscopy Science 15710-S
Equipment
Spinner Laurell Technologies Corporation WS-400BZ-6NPP/LITE
Desiccator BelArt Products 999320237
Inverted Microscope Nikon Eclipse Ti
Syringe Pump System Harvard Apparatus PHD Ultra
Laminar Biosafety Hood Thermo Scientific 1300 Series A2
Planetary Centrifugal Mixer Thinky ARE-310
Isotemp Oven Fisher Scientific 13-246-516GAQ
Optical Microscope Zeiss Invertoskop 40C
Plasma Cleaner Harrick Plasma PDC-32G
Hotplate Barnstead/Thermolyne Cimarec SP131635
Laser Scanning Confocal Microscope Zeiss LSM 510

Riferimenti

  1. Adair, T. H. . Angiogenesis: Integrated systems physiology: from molecule to function to disease. , (2011).
  2. Goodwin, A. M. In vitro assays of angiogenesis for assessment of angiogenic and anti-angiogenic agents. Microvasc. Res. 74, 172-183 (2007).
  3. Smith, E. J., Staton, C. A. Tubule formation assays. Angiogenesis assays: A critical appraisal of current techniques. , 65-87 (2006).
  4. Nakatsu, M. N., Davis, J. J., Hughes, C. C. W. Optimized fibrin gel bead assay for the study of angiogenesis. J. Vis. Exp. (3), e186 (2007).
  5. Nicosia, R. F., Ottinetti, A. Growth of microvessels in serum-free matrix culture of rat aorta. A quantitative assay of angiogenesis in vitro. Lab. Invest. 63, 115-122 (1990).
  6. Aplin, A. C., Fogel, E., Zorzi, P., Nicosia, R. F. The aortic ring model of angiogenesis. Methods Enzymol. 443, 119-136 (2008).
  7. Nicosia, R. F. The aortic ring model of angiogenesis: A quarter century of search and discovery. J. Cell. Mol. Med. 13, 4113-4136 (2009).
  8. Griffith, L. G., Swart, M. A. Capturing complex 3D tissue physiology in vitro. Nat. Rev. Mol. Cell Biol. 7, 211-224 (2006).
  9. Folkman, J. History of angiogenesis. Angiogenesis: An integrative approach from science to medicine. , (2008).
  10. Auerbach, R., Lewis, R., Shinners, B., Kubai, L., Akhtar, N. Angiogenesis assays: A critical overview. Clin. Chem. 49, 32-40 (2003).
  11. Auerbach, R., Akhtar, N., Lewis, R. L., Shinners, B. L. Angiogenesis assays: Problems and pitfalls. Cancer Metastasis Rev. 19, 167-172 (2000).
  12. Staton, C. A., Reed, M. W., Brown, N. J. A critical analysis of current in vitro and in vivo angiogenesis assays. Int. J. Exp. Pathol. 90, 195-221 (2009).
  13. Staton, C. A., Stribbling, S. M., et al. Current methods for assaying angiogenesis in vitro and in vivo. Int. J. Exp. Pathol. 85, 233-248 (2004).
  14. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-Chip: A focus on compartmentalized microdevices. Ann. Biomed. Eng. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  15. Huang, Z., Li, X., Martins-Green, M., Liu, Y. Microfabrication cylindrical microfluidic channel networks for microvascular research. Biomedical Microdevices. 14 (5), 873-883 (2012).
  16. Murray, C. D. The physiological principle of minimum work applied to the angle of branching of arteries. J. Gen. Physiol. 9 (6), 835-841 (1926).
  17. Zamir, M., Medeiros, J. A. Arterial branching in man and monkey. J. Gen. Physiol. 79, 353-360 (1982).
  18. Gafiychuk, V. V., Lubashevsky, I. A. On the principles of the vascular network branching. J. Theor. Biol. 212, 1-9 (2001).
  19. Sherman, T. F. On connecting large vessels to small. The meaning of Murray’s law. J. Gen. Physiol. 78 (4), 431-453 (1981).
  20. Kamiya, A., Bukhari, R., Togawa, T. Adaptive regulation of wall shear stress optimizing vascular tree function. Bull Math Biol. 46 (1), 127-137 (1984).
  21. LaBarbera, M. Principles of design of fluid transport systems in zoology. Science. 249, 992-1000 (1990).
  22. Emerson, D. R., Cieslicki, K., Gu, X., Barber, R. W. Biomimetic design of microfluidic manifolds based on a generalized Murray’s law. Lab Chip. 6, 447-454 (2006).
  23. Lu, H., Koo, L. Y., et al. Microfluidic shear devices for quantitative analysis of cell adhesion. Anal. Chem. 76, 5257-5264 (2004).
  24. Shevkoplyas, S. S., Gifford, S. C., Yoshida, T., Bitensky, M. W. Prototype of an in vitro model of the microcirculation. Microvasc. Res. 65, 132-136 (2003).
  25. Kaihara, S., Borenstein, J., et al. Silicon micromachining to tissue engineer branched vascular channels for liver fabrication. Tissue Eng. 6, 105-117 (2000).
  26. Fisher, A. B., Chien, S., Barakat, A. I., Nerem, R. M. Endothelial cellular response to altered shear stress. Am. J. Physiol. Lung Cell. Mol. Physiol. 281 (3), L529-L533 (2001).
  27. Nerem, R. M., Alexander, R. W., et al. The study of the influence of flow on vascular endothelial biology. Am. J. Med. Sci. 316 (3), 169-175 (1998).
  28. Daly, D., Stevens, R. F., Hutley, M. C., Davies, N. The manufacture of microlenses by melting photoresist. Meas. Sci. Technol. 1 (8), 759-766 (1990).
  29. Schilling, A., Merz, R., Ossmann, C., Herzig, H. P. Surface profiles of reflow microlenses under the influence of surface tension and gravity. Opt. Eng. 39 (8), 2171-2176 (2000).
  30. Young, B., Heath, J. W. . Wheater’s functional histology: A text and colour atlas. , (2000).
  31. O’Neill, F. T., Sheridan, J. T. Photoresist reflow method of microlens production. Part 1: Background and experiments. Optik Int. J. Light Electron Opt. 113, 391-404 (2002).
  32. de Gennes, P. G. Wetting: statics and dynamics. Rev. Mod. Phys. 57, 827-863 (1985).
  33. Elias, H. G. . An Introduction to Polymer Science. , (1997).
  34. Voinov, O. V. Dynamic edge angles of wetting upon spreading of a drop over a solid surface. J. Appl. Mech. Tech. Phys. 40, 86-92 (1999).
  35. Daly, D., Stevens, R. F., Hutley, M. C., Davies, N. The manufacture of microlenses by melting photoresist. Meas. Sci. Technol. 1, 759 (1990).
  36. Jay, T. R., Stern, M. B. Preshaping photoresist for refractive microlens fabrication. Opt. Eng. 33, 3552-3555 (1994).
  37. Nerem, R. M., Alexander, R. W., et al. The Study of the influence of flow on vascular endothelial biology. Am. J. Med. Sci. 316 (3), 169-175 (1998).
  38. Chien, S., Li, S., Shyy, Y. J. Effects of mechanical forces on signal transduction and gene expression in endothelial cells. Hypertension. 31, 162-169 (1998).
  39. Li, Y. S., Haga, J. H., Chien, S. Molecular basis of the effects of shear stress on vascular endothelial cells. J. Biomech. 38, 1949-1971 (2005).
  40. Lee, E. J., Vunjak-Novakovic, G., Wang, Y., Niklason, L. E. A biocompatible endothelial cell delivery system for in vitro tissue engineering. Cell Transplant. 18, 731-743 (2009).
  41. Lee, E. J., Niklason, L. E. A novel flow bioreactor for in vitro microvascularization. Tissue Eng. Part C Methods. 16, 1191-1200 (2010).
  42. Chau, L., Doran, M., Cooper-White, J. A novel multishear microdevice for studying cell mechanics. Lab Chip. 9, 1897-1902 (2009).
  43. Meeson, A., Palmer, M., Calfon, M., Lang, R. A relationship between apoptosis and flow during programmed capillary regression is revealed by vital analysis. Development. 122, 3929-3938 (1996).
  44. Van Royen, N. J., Piek, J., Schaper, W., Bode, C., Buschmann, I. Arteriogenesis: mechanisms and modulation of collateral artery development. J. Nucl. Cardiol. 8, 687-693 (2001).
  45. Schaper, W. Therapeutic arteriogenesis has arrived. Circulation. 104 (17), 1994-1995 (2001).
  46. Tarbell, J. M. Shear stress and the endothelial transport barrier. Cardiovas. Res. 87 (2), 320-330 (2010).
  47. Potter, C. M., Lundberg, M. H., et al. Role of shear stress in endothelial cell morphology and expression of cyclooxygenase isoforms. Arterioscler. Thromb. Vasc Biol. 31, 384-391 (2011).
  48. Montesano, R. In vitro rapid organization of endothelial cells into capillary-like networks is promoted by collagen matrices. J. Cell Biol. 97, 1648-1652 (1983).
  49. Darland, D. C., D’Amore, P. A. TGF beta is required for the formation of capillary-like structures in three-dimensional cocultures of 10T1/2 and endothelial cells. Angiogenesis. 4 (1), 11-20 (2001).
  50. Lawley, T. J., Kubota, Y. Induction to morphologic differentiation of endothelial cells in culture. J. Invest. Dermatol. 93, 59S-61S (1989).
  51. Kanzawa, S., Endo, H., Shioya, N. Improved in vitro angiogenesis model by collagen density reduction and the use of type III collagen. Ann. Plast. Surg. 30, 244-251 (1993).
  52. Davis, G. E., Bayless, K. J., Mavila, A. Molecular basis of endothelial cell morphogenesis in three-dimensional extracellular matrices. Anat. Rec. 268, 252-275 (2002).
  53. Velazquez, O. C., Snyder, R., Liu, Z., Fairman, R. M., Herlyn, M. Fibroblast-dependent differentiation of human microvascular endothelial cells into capillary-like 3-dimensional networks. FASEB J. 16, 1316-1318 (2002).
  54. Donovan, D., Brown, N. J., Bishop, E. T. Comparison of three in vitro human “angiogenesis” assays with capillaries formed in vivo. Angiogenesis. 4, 113-121 (2001).
  55. Tang, D. G., Conti, C. J. Endothelial cell development, vasculogenesis, angiogenesis, and tumor neovascularization: an update. Semin. Thromb. Hemost. 30, 109-117 (2004).
  56. Takayama, S., McDonald, J. C., et al. Patterning cells and their environments using multiple laminar fluid flows in capillary networks. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 96, 5545-5548 (1999).
  57. Cho, B. S., Schuster, T. G., et al. Passively driven integrated microfluidic system for separation of motile sperm. Anal. Chem. 75, 1671-1675 (2003).
  58. Parsa, H., Upadhyay, R., Sia, S. K. Uncovering the behaviors of individual cells within a multicellular microvascular community. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (12), 5133-5138 (2011).
check_url/it/50771?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Li, X., Mearns, S. M., Martins-Green, M., Liu, Y. Procedure for the Development of Multi-depth Circular Cross-sectional Endothelialized Microchannels-on-a-chip. J. Vis. Exp. (80), e50771, doi:10.3791/50771 (2013).

View Video