Summary

Herstellung und Implantation von Miniatur-Zweielement Dehnungsmessstreifen für Mess<em> In Vivo</em> Magen-Darm-Kontraktionen in Nagetiere.

Published: September 18, 2014
doi:

Summary

The in vivo measurement of smooth muscle contractions along the gastrointestinal tract of laboratory animals remains a powerful, though underutilized, technique. Flexible, dual element strain gages are not commercially available and require fabrication. This protocol describes the construction of reliable, inexpensive strain gages for acute or chronic implantation in rodents.

Abstract

Gastrointestinal dysfunction remains a major cause of morbidity and mortality. Indeed, gastrointestinal (GI) motility in health and disease remains an area of productive research with over 1,400 published animal studies in just the last 5 years. Numerous techniques have been developed for quantifying smooth muscle activity of the stomach, small intestine, and colon. In vitro and ex vivo techniques offer powerful tools for mechanistic studies of GI function, but outside the context of the integrated systems inherent to an intact organism. Typically, measuring in vivo smooth muscle contractions of the stomach has involved an anesthetized preparation coupled with the introduction of a surgically placed pressure sensor, a static pressure load such as a mildly inflated balloon or by distending the stomach with fluid under barostatically-controlled feedback. Yet many of these approaches present unique disadvantages regarding both the interpretation of results as well as applicability for in vivo use in conscious experimental animal models. The use of dual element strain gages that have been affixed to the serosal surface of the GI tract has offered numerous experimental advantages, which may continue to outweigh the disadvantages. Since these gages are not commercially available, this video presentation provides a detailed, step-by-step guide to the fabrication of the current design of these gages. The strain gage described in this protocol is a design for recording gastric motility in rats. This design has been modified for recording smooth muscle activity along the entire GI tract and requires only subtle variation in the overall fabrication. Representative data from the entire GI tract are included as well as discussion of analysis methods, data interpretation and presentation.

Introduction

Experimentelle Studien, die Aufzeichnung in vivo gastrointestinale (GI) Motilität in einer Reihe von experimentellen Bedingungen bleiben ein leistungsfähiges Werkzeug für das Verständnis der zugrunde liegenden normalen und pathophysiologischen Prozesse für die Nährstoff Homöostase notwendig. Traditionell zahlreiche experimentelle Methoden, einige mit Ähnlichkeiten zu den in der klinischen Praxis 1, wurden eingesetzt, um Veränderungen in der GI Kontraktionsrate 2-5, intraluminale Druck 6, 7, oder die GI Transit von nicht-resorbierbaren Marker 8, 9 direkt quantifizieren gefunden oder stabile Isotope 10-12. Jede dieser Techniken hat eindeutige Vorteile und Nachteile, die bisher in der Literatur nicht behandelt wurden. Zum Beispiel hat die Nützlichkeit Ballon Manometrie auf Druckveränderungen Quantifizierung aufgrund der inhärenten Nachgiebigkeit des Ballonmaterials in Frage gestellt worden, während gastrointestinalen Rückgewinnung von nicht-resorbierbaren Marker erfordert euthanizing experimentelle animaL für einen einzelnen Datenpunkt. Kürzlich wurde die Anwendung und Validierung eines miniaturisierten arteriellen Druckkatheter wurde berichtet, dass ein nicht-chirurgisches Verfahren zur Überwachung der Kontraktionsfähigkeit des Magens bei Ratten und Mäusen 3 bietet. Während ein orogastrically angeordnet Druckaufnehmer beseitigt wirksam Störvariablen auf die gastrointestinale Funktion durch Vermeidung invasiver chirurgischer Verfahren ist ein solches Vorgehen nur für anästhesiert Zubereitungen geeignet. Darüber hinaus bedeutet der Mangel an visuellen Führung ermöglicht nicht konsistente Platzierung der Wandler innerhalb spezifischer Regionen des Magens. Als solche ist diese Anwendung in den Magen-oder Dickdarmkrebs, da die Visualisierung in Verbindung mit der relativ steifen Sensordraht beschränkt, in den Zwölffingerdarm oder Ileum ist keine Option.

Ebenso hat die biomagnetische Wechselstrom biosusceptometry (ACB)-Technik für GI Kontraktion Analyse 4 validiert. Während die ACB Technik eine nicht-invasive apherangehen zum Messen gastrointestinalen Kontraktionen leidet ACB aus einem ähnlichen Einschränkung, daß die Verwendung der aufgenommenen magnetischen Erfassungsmittel nicht die genaue Erfassung von spezifischen Regionen des Gastrointestinaltrakts zu erlauben. Diese Einschränkung kann durch die chirurgische Implantation von magnetischen Markern überwunden werden. Dennoch erfordert die ACB-Technik, dass das Tier für die Datensammlung betäubt werden.

Ultrasonomicrometry in irgendeiner GI verwendet wurden studiert 13, 14, um den Vorteil der geringen Größe, räumliche nehmen und zeitliche Vorteile der piezoelektrischen Kristall-Sender / Empfänger. Wellen der Kontraktion der glatten Muskulatur des Magens sind keine Hochfrequenzereignis und treten mit einer Rate von etwa 3 – 5 Werk Zyklen / min. Daher kann die zeitliche Vorteile sonomicrometry nicht notwendig, die Kosten zu rechtfertigen. Darüber hinaus, während lineare Bewegung wird genau mit sonomicrometry gemessen, Beschränkungen wurden in Bezug auf Magen-Darm-genaue Daten vorgelegtInterpretation, die von der Implantation eine unzureichende Anzahl von Kristallen 14 führen kann.

Basierend auf den Original-Designs von Bass und Kollegen 2, 15 diese visualisiert Protokoll ausführlicher dokumentiert die Schritt-für-Schritt-Fertigung und experimentelle Anwendung von Miniatur-, Dual-Element-Dehnungsmessstreifen, die eine hohe Empfindlichkeit und Flexibilität für die Aufnahme Kontraktionen der glatten Muskulatur entlang der gesamten GI besitzen Darm-Trakt. Die Abmessungen der DMS-Elemente eignen sich für jede Anwendung, da Nagetier Empfindlichkeit und Größe des fertigen DMS sind die meisten abhängig von den Silikonfolien Kapselung der Elemente. Diese Dehnungsmessstreifen lassen sich leicht für akute und chronische Anwendung bei narkotisierten und frei verhalten Labortiermodelle, wodurch eine einzige Technik für die Quantifizierung von Kontraktionen der glatten Muskulatur angepasst.

Protocol

All procedures followed National Institutes of Health guidelines and were approved by the Institutional Animal Care and Use Committee at the Penn State Hershey College of Medicine. Rats were housed using common vivarium practices. Note: This protocol uses male Wistar rats ≥8 weeks of age and initially weighing 175 – 200 g. 1. Procedures for Fabrication of Strain Gage Most tooling and components remain available from the original or successor companies and are summarized in <s…

Representative Results

Representative data from a Thiobutabarbital-anesthetized rat are shown in Figure 2. The top trace represents the gastric corpus contractions from the rat during the brainstem administration of thyrotropin releasing hormone (TRH, 100 pmol), a known motility-enhancing peptide 3, 19. It shows baseline contractions prior to the increase in phasic gastric smooth muscle activity. Note: Analysis of these peaks in gastric contractions follow the original formula devised by Ormsby and Bass 20</sup…

Discussion

The procedures presented here allow individual laboratories to fabricate sensitive miniature strain gages for biological applications including, but not limited to, gastrointestinal motility in small laboratory animals. Since the commercial manufacture of these strain gages has ceased, laboratories investigating gastrointestinal function are limited to other techniques which may not permit the full range of experimental applications that are available. This report provides an updated and more detailed description of prev…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Research funding was received through the National Institute of Neurological Disorders and Stroke  (NS049177 and NS087834). The authors wish to acknowledge the intellectual contributions of the late Dr. Paul Bass and his colleagues to the original design of the strain gages; and Carol Tollefsrud for the fabrication and marketing of the strain gages until the cessation of production in 2010 as well as for her insightful correspondence.

Materials

Strain gage element Micro-Measurements (Vishay Product Group) EA-06-031-350  Linear pattern, foil, stress analysis strain gage (2 required)
www.vishaypg.com/micro-measurements/
or
http://www.vishaypg.com/docs/11070/031ce.pdf
epoxy-phenolic adhesive M-bond 610 General purpose adhesive for bonding strain gage elements http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf
3 conductor insulated wire 336-FTE Fine gage, flexible general purpose wire http://www.vishaypg.com/docs/11024/wirecable.pdf
Flux and rosin solvent kit FAR-2 M-Flux AR kit Liquid solder flux http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf
Solder 361A-20R-25 Optimized and recommended for strain gage applications http://www.vishaypg.com/docs/11023/soldacce.pdf
Gold socket connector PlasticsOne E363/0 Socket contact for electrode pedestal
http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=407
Electrode pedestal MS363 Secure platform for wire contacts http://www.plastics1.com/PCR/Catalog/Item.php?item=499
6-wire cable 363 PLUG W/VINYL SL/6 Pre-fabricated vinyl-coated cable (in customized lengths) with plug adaptor to match electrode pedestal and tinned solder lugs on terminal end
Silicone rubber casting compound EIS electrical products Elan Tron E211 Potting medium for gage/wire solder joints
http://www.eis-inc.com
HOTweezers Meisei Corporation Model 4B Wire insulation strippers
http://www.impexron.us
Soldering station Weller (Apex Tool Group) WES 51 High quality soldering equipment
http://www.apexhandtools.com/weller/index.cfm
Available through http://www.eis-inc.com or http://www.amazon.com
Silicone sheet Trelleborg Sealing Solutions Northborough-Life Sciences Pharmelast 20-20 Encapsulating strain gauge elements
10 B Forbes Road Northborough, MA 01532 (800) 634-2000
Amplifier Experimetria Ltd AMP-01-SG
http://experimetria.com/Biological_amplifiers.php

Riferimenti

  1. Szarka, L. A., Camilleri, M. Methods for measurement of gastric motility. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 296 (3), G461-G475 (2009).
  2. Pascaud XB, F. A. U., Genton, M. J., Bass, P. A miniature transducer for recording intestinal motility in unrestrained chronic rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. Gastrointest. Physiol. 4 (5), 532-538 (1978).
  3. Gourcerol, G., Adelson, D. W., Million, M., Wang, L., Tache, Y. Modulation of gastric motility by brain-gut peptides using a novel non-invasive miniaturized pressure transducer method in anesthetized rodents. Peptides. 32 (4), 737-746 (2011).
  4. Américo, M. F., et al. Validation of ACB in vitro and in vivo as a biomagnetic method for measuring stomach contraction. Neurogastroenterol. Motil. 22 (12), 1340-1374 (2010).
  5. Fujitsuka, N., Asakawa, A., Amitani, H., Fujimiya, M., Inui, A. Chapter Eighteen – Ghrelin and Gastrointestinal Movement. Ghrelin and Gastrointestinal Movement. , 289-301 (2012).
  6. Monroe, M. J., Hornby, P. J., Partosoedarso, E. R. Central vagal stimulation evokes gastric volume changes in mice: a novel technique using a miniaturized barostat. Neurogastroenterol. Motil. 16 (1), 5-11 (2004).
  7. Herman, M. A., et al. Characterization of noradrenergic transmission at the dorsal motor nucleus of the vagus involved in reflex control of fundus tone. Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 294 (3), 720-729 (2008).
  8. Gondim, F. A., et al. Complete cervical or thoracic spinal cord transections delay gastric emptying and gastrointestinal transit of liquid in awake rats. Spinal Cord. 37 (11), 793-799 (1999).
  9. Van Bree, S. H. W., et al. Systemic inflammation with enhanced brain activation contributes to more severe delay in postoperative ileus. Neurogastroenterol. Motil. 25 (8), 540-549 (2013).
  10. Qualls-Creekmore, E., Tong, M., Holmes, G. M. Gastric emptying of enterally administered liquid meal in conscious rats and during sustained anaesthesia. Neurogastroenterol. Motil. 22 (2), 181-185 (2010).
  11. Qualls-Creekmore, E., Tong, M., Holmes, G. M. Time-course of recovery of gastric emptying and motility in rats with experimental spinal cord injury. Neurogastroenterol. Motil. 22 (1), 62 (2010).
  12. Choi, K. M., et al. Determination of gastric emptying in nonobese diabetic mice. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 293 (5), G1039-G1045 (2007).
  13. Adelson, D. W., Million, M., Kanamoto, K., Palanca, T., Tache, Y. Coordinated gastric and sphincter motility evoked by intravenous CCK-8 as monitored by ultrasonomicrometry in rats. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 286 (2), G321-G332 (2004).
  14. Xue, L., et al. Effect of modulation of serotonergic, cholinergic, and nitrergic pathways on murine fundic size and compliance measured by ultrasonomicrometry. Am. J. Physiol. Gastrointest. Liver Physiol. 290 (1), G74-G82 (2005).
  15. Bass, P., Wiley, J. N. Contractile force transducer for recording muscle activity in unanesthetized animals. J. Appl. Physiol. 32 (4), 567-570 (1972).
  16. Holmes, G. M., Browning, K. N., Tong, M., Qualls-Creekmore, E., Travagli, R. A. Vagally mediated effects of glucagon-like peptide 1: in vitro and in vivo gastric actions. J. Physiol. 587 (19), 4749-4759 (2009).
  17. Tong, M., Qualls-Creekmore, E., Browning, K. N., Travagli, R. A., Holmes, G. M. Experimental spinal cord injury in rats diminishes vagally-mediated gastric responses to cholecystokinin-8s. Neurogastroenterol. Motil. 23 (2), e69-e79 (2011).
  18. Miyano, Y., et al. The role of the vagus nerve in the migrating motor complex and ghrelin- and motilin-induced gastric contraction in suncus. PLoS ONE. 8 (5), e64777 (2013).
  19. Holmes, G. M., Rogers, R. C., Bresnahan, J. C., Beattie, M. S. Thyrotropin-releasing hormone (TRH) and CNS regulation of anorectal motility in the rat. J Auton. Nerv. Syst. 56, 8-14 (1995).
  20. Ormsbee, H. S., Bass, P. Gastroduodenal motor gradients in the dog after pyloroplasty. Am. J. Physiol. 230, 389-397 (1976).
  21. Fukuda, H., et al. Impaired gastric motor activity after abdominal surgery in rats. Neurogastroenterol. Motil. 17 (2), 245-250 (2005).
  22. Browning, K. N., Babic, T., Holmes, G. M., Swartz, E., Travagli, R. A. A critical re-evaluation of the specificity of action of perivagal capsaicin. J. Physiol. 591 (6), 1563-1580 (2013).
check_url/it/51739?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Holmes, G. M., Swartz, E. M., McLean, M. S. Fabrication and Implantation of Miniature Dual-element Strain Gages for Measuring In Vivo Gastrointestinal Contractions in Rodents.. J. Vis. Exp. (91), e51739, doi:10.3791/51739 (2014).

View Video