Summary

ICPMSサンプル導入のためのマイクロ流体チップ

Published: March 05, 2015
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Summary

我々は、誘導結合プラズマ質量分析(ICPMS)離散液滴試料導入システムを提示する。これは、90から7000 Hzまでの周波数で40〜60ミクロンのサイズ範囲で非常に単分散液滴を生成し、安価で使い捨てマイクロ流体チップに基づいています。

Abstract

このプロトコルは、誘導結合プラズマ質量分析(ICPMS)用の試料導入システムのような使い捨ての低コストのマイクロ流体チップの製造および使用方法を説明します。チップは、パーフルオロヘキサン(PFH)で単分散水性試料液滴を生成します。水性液滴の大きさと頻度は40〜60ミクロンの範囲で、それぞれ90〜7,000ヘルツから変化させることができる。液滴は、PFHの第二の流れとチップから排出され、排出時に無傷のままされている。特注の脱溶媒和システムはPFHを削除し、ICPMSに液滴を輸送する。ここで、狭い強度分布に非常に安定した信号は、液滴の単分散性を示し、測定することができる。我々は、導入システムは、定量的に、単一のウシ赤血球の鉄を決定するために使用できることを示している。将来的には、導入装置の機能を容易に追加のマイクロ流体モジュールを統合することによって拡張することができる。

Introduction

誘導結合プラズマ質量分析(ICPMS)による液体試料の元素分析は、一般に、導入装置1のようにスプレーチャンバーとの組み合わせでネブライザーを用いて行われる。この試料導入システム内にサンプルが多分散エアロゾルを生成するために、噴霧器によって噴霧される。下流噴霧室は、大きな液滴を除去するために使用される。この方法は、高いサンプル消費量(> 0.3ミリリットル分-1)2及び不完全なサンプル輸送と関連している。したがって、唯一のマイクロリットルの試料体積は、生物学、法医学、毒物学および臨床研究3のように、使用可能なアプリケーションには非実用的となる。サンプル消費量を減らすために、より小さなノズル寸法を有する噴霧器3を開発した。しかし、縮小ノズルサイズは、未消化の生体液または濃縮塩溶液のサンプルが3を分析しなければならないとき、目詰まりのリスクを増大させる。

<p class="「jove_content" ">試料導入のための別のアプローチがOlesik 4によって提案された。著者らは、ピエゾ電気駆動マイクロポンプにより製造された単分散離散微小液滴の形でICPMSに液体を注入した。この非常にシステムが広いアプリケーションを見つけられませんでしたにもかかわらず、それがICPMSで離散液滴導入の概念のさらなる発展を開始した。今日、30、50、70および100μmの大きさと100〜2,000ヘルツの周波数で液滴を生成することができるピエゾ電気的に駆動される分注システムは、購入することができる。液滴は、ほぼ100%の効率5でICPMSに輸送することができる。これらの微小液滴ディスペンサーを定量的に、単一のナノ粒子5,6を測定するだけでなく、個々の生物細胞7を特徴付けるため適用されている。サーマルインクジェット技術8に基づいて、同様のシステムは、生物学的試料9の分析のために試験した。 AvaIであるが可能な標識、単一の液滴を導入するシステムは、少量の試料に使用することができ、非常に効率的であり、ナノ粒子および細胞の分析のために期待され、それらはいくつかの制限を有する。 (カスタム設定10を使用しない限り)は、固定ノズルサイズ、液滴サイズがわずかに変化させることができる。液(pH、塩含有量)の物理的特性の変化は、液滴の特性(サイズ、射出速度)を変更することができる。また、これらのデバイスは、目詰まりを起こしやすい、かなり高価であり、清掃が困難である。

液滴を生成するための別の方法は、液滴マイクロ流体11の分野でよく知られている。近年、液滴マイクロ流体は、(バイオ)化学反応12-15のための、単一細胞の研究16,17のための関心を集めている。さらに、この技術は、エレクトロスプレーイオン化質量分析法18,19でサンプルを導入するためのマトリックス支援レーザー脱離/ ionizatioにサンプルを調製するために適用したn個の質量分析20,21。

最近、我々はICPMS 22における試料導入のためのマイクロ流体ベースのシステムを導入しました。私たちの導入システムの重要な構成要素は、液体補助滴吐出(LADE)チップである。このチップは、完全にポリ(ジメチルシロキサン)(PDMS)からなる。焦点第チャネル接合流に試料水溶液( 図1)の単分散液滴を生成するために使用される。この目的のために、揮発性の高い(58〜60°C 23の沸点)と非混和性キャリア位相パーフルオロヘキサン(PFH)は( 図1)が使用される。これらのPFHプロパティは、安定した液滴の生成とキャリア位相の高速な除去を可能にする。この生成方法は以下のサンプル液の影響の特性の変化は、他の液滴発生器と比較して。液滴サイズは水性相およびPFHの流量を変更することによって広い範囲にわたって調整可能である。下流secondarでyの接合は、よりPFHは少なくとも1m秒の流速を増加させるために添加されている-1。この速度で液体が液滴破壊( 図1の挿入図)することなく安定した直進ジェットチップ( 図1)から排出することができる。このダブルジャンクショ​​ンの設計は、液滴発生の独立した吐出安定性を制御することができる。液滴は、カスタマイズされた輸送システムをICPMSに輸送される。このシステムは、落下管およびPFHを除去するための膜desolvatorを含む。水性液滴の乾燥した残渣は、その後ICPMSと質量検出器は、イオンのプラズマ中でイオン化される。チップの前部は、樽型の液滴搬送システムとの緊密な接続を確保することである。ノズルとの接触が回避されるためPFH液滴として水性試料の吐出が、有益である。これはかなりの細胞懸濁液または共で作業するとき問題になる可能性がノズルの目詰まりのリスクを、低下ncentrated塩溶液。 PDMSソフトリソグラフィーによって作製LADEチップは、、、(材料費チップあたり約2ドル)安い使い捨ておよび変更が容易です。手作業の少量のみを必要とする加工と組み合わせて、各実験は、新しいチップを用いて行うことができる。したがって、面倒な清掃が必要とされず、相互汚染が最小化される。

ここでは、ソフトリソグラフィによるLADEチップの製造とICPMSへの応用が記載されている。水溶液細胞懸濁液を用いた測定の例が提示されている。

Protocol

1 SU-8マスター作製(図2) 注:ダスト粒子による欠陥を防ぐためにクリーンルームでSU-8マスターモールドの製造を行います。二枚のウエハは、製造、マイクロ流体機構とせずに1と1のウエハのために必要とされる。 マイクロ流体チップのマスター金型を準備します。最初のシリコンウエハに接着層を適用する。 200℃で10分間、シリコンウェーハを脱水する?…

Representative Results

提示システムは、細胞又はナノ粒子を含む溶液または懸濁液の小体積を測定するために用いることができる。単一細胞の標準溶液および特性の測定の例は、ここに示されている。以上の例はVerboket ら 22に見出すことができる。 典型的には溶液の単一の液滴の信号が非常に短いイベントがある。これは、通常、数百マイクロ秒26のために持続する。?…

Discussion

チップの製造は、非常に信頼性が高いですが、特別な注意が必要な製造中のいくつかの重要なポイントがあります。まず、組み立て時の清浄度は、ほこり、チップの汚染を防ぐために非常に重要である。ダストはチャンネルをブロックし、安定した液滴の生成を防止することができる。第二に、先端がノズル流路と直交する切断されることが特に重要である。カットの角度が強く、吐出角度?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by the European Research Council (ERC Starting Grant nμLIPIDS, No. 203428) and ETH Zurich (project number: ETH-49 12-2). The authors of this manuscript would like to thank Bodo Hattendorf for help with the ICP-MS and F. Kurth for cell counting. The authors also would like to thank Christoph Bärtschi and Roland Mäder for their support with building the mechanical setup. The clean room facility FIRST at ETH Zurich is acknowledged for support in microfabrication.

Materials

Name of Reagent/ Equipment Company Catalog Number Comments/Description
Silicon wafer 100 mm Si-Mat (Kaufering, Germany) n. a.
SU-8 2002 Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.) n.a.
SU-8 2050 Microchem Corp. (Massachusetts, U.S.A.) n.a.
Acetone Merk VWR (Darmstadt, Germany) 100014
MR-developer 600 Microresist Technology GmbH (Berlin, Germany) n. a.
Isopropanol Merk VWR (Darmstadt, Germany) 109634
1H,1H,2H,2H-perfluorodecyltrichlorosilane ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany) AB111155
Sylgard 184 silicone elastomer kit (PDMS) Dow Corning (Michigan, U.S.A.) 39100000
Perfluorohexane 99% Sigma-Aldrich (Missouri, U.S.A.) 281042
FC-40 ABCR-Chemicals (Karlsruhe, Germany) AB103511
Phosphate-buffered saline  Life Technologies (Paisley, U.K.)  10010-015
Red blood cells in phosphate-buffered saline Rockland Immunochemicals Inc. (Pennsylvania, U.S.A.)  R400-0100
Single-element standard solutions Na, Fe Inorganic Ventures (Virginia, U.S.A.) n. a.
Multielement standard solution  Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.) IV
Nitric acid Sub-boiled n. a.
Ultrahigh-purity water Merck Millipore (Massachusetts, U.S.A.) n. a.
Name of Equipment
Hot plate HP 160 III BM Sawatec (Sax, Switzerland) n. a. used for wafer preparation
Spin modules SM 180 BM Sawatec (Sax, Switzerland) n. a. used for wafer preparation
MA-6 mask aligner Süss MicroTec (Garching, Germany) n. a.
High resolution film photomask Microlitho (Essex, U.K.) n. a.
Step profiler Dektak XT advanced Bruker  (Massachusetts, U.S.A.) n. a.
Hot plate MR 3002 Heidolph (Schwabach, Germany) n. a. used for replica molding 
1.5 mm biopsy puncher Miltex (Pennsylvania, U.S.A.) 33-31AA/33-31A
Spin coater  WS-400 BZ-6NPP/LITE Laurell (Pennsylvania, U.S.A.) n. a. used for adhesive bonding
Syringe pump neMESYS Cetoni (Korbussen, Germany) n. a.
1 mL syringe  Codan (Lensahn, Germany)  62.1002
5 mL syringe  B. Braun (Melsungen, Germany)  4606051V
PTFE tubing  PKM SA (Lyss, Switzerland)  PTFE-AWG-TFT20.N
Quadrupole-based ICPMS ELAN6000 PerkinElmer (Massachusetts, U.S.A.)  n. a. 
Membrane desolvator CETAC6000AT+ CETAC Technologies (Nebraska, U.S.A.)  n. a. only the desolvator unit is used
High speed camera Miro M110 Vision Research (New Jersey, U.S.A.) n. a.
Data analysis program Origin pro OriginLab Corp. (Massachusetts, U.S.A.) version 8.6
Microscope Olympus (Tokyo, Japan) IX71

Riferimenti

  1. Todoli, J. -. L., Mermet, J. -. M. . Liquid sample introduction in ICP spectrometry: A Practical Guide. , 10-1016 (2008).
  2. Sutton, K. L., B’Hymer, C., Caruso, J. A. Ultraviolet absorbance and inductively coupled plasma mass spectrometric detection for capillary electrophoresis – A comparison of detection modes and interface designs. J. Anal. At. Spectrom. 13 (9), 885-891 (1998).
  3. Todoli, J. -. L., Mermet, J. -. M. Sample introduction systems for the analysis of liquid microsamples by ICP-AES and ICP-MS. Spectrochim. Acta, Part B. 61 (3), 239-283 (2006).
  4. Olesik, J. W., Hobbs, S. E. Monodisperse dried microparticulate injector – A new tool for studying fundamental processes in inductively-coupled plasma. Anal. Chem. 66 (20), 3371-3378 (1994).
  5. Gschwind, S., Hagendorfer, H., Frick, D. A., Günther, D. Mass quantification of nanoparticles by single droplet calibration using inductively coupled plasma mass spectrometry. Anal. Chem. 85 (12), 5875-5883 (2013).
  6. Garcia, C. C., Murtazin, A., Groh, S., Horvatic, V., Niemax, K. Characterization of single Au and SiO2 nano- and microparticles by ICP-OES using monodisperse droplets of standard solutions for calibration. J. Anal. At. Spectrom. 25 (5), 645-653 (2010).
  7. Shigeta, K., et al. Sample introduction of single selenized yeast cells (Saccharomyces cerevisiae) by micro droplet generation into an ICP-sector field mass spectrometer for label-free detection of trace elements. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 637-645 (2013).
  8. Orlandini v. Niessen, J. O., Schaper, J. N., Petersen, J. H., Bings, N. H. Development and characterization of a thermal inkjet-based aerosol generator for micro-volume sample introduction in analytical atomic spectrometry. J. Anal. At. Spectrom. 26 (9), 1781-1789 (2011).
  9. Orlandini v. Niessen, J. O., Petersen, J. H., Schaper, J. N., Bings, N. H. Comparison of novel and conventional calibration techniques for the analysis of urine samples using plasma source mass spectrometry combined with a new dual-drop-on-demand aerosol generator. J. Anal. At. Spectrom. 27 (8), 1234-1244 (2012).
  10. Shigeta, K., et al. Application of a micro-droplet generator for an ICP-sector field mass spectrometer – optimization and analytical characterization. J. Anal. At. Spectrom. 28 (5), 646-656 (2013).
  11. Teh, S. -. Y., Lin, R., Hung, L. -. H., Lee, A. P. Droplet microfluidics. Lab on a Chip. 8 (2), 198-220 (2008).
  12. Zheng, B., Tice, J. D., Ismagilov, R. F. Formation of arrayed droplets by soft lithography and two-phase fluid flow, and application in protein crystallization. Adv. Mater. 16 (15), 1365-1368 (2004).
  13. Theberge, A. B., et al. Microfluidic platform for combinatorial synthesis in picolitre droplets. Lab Chip. 12 (7), 1320-1326 (2012).
  14. Li, L., et al. Nanoliter microfluidic hybrid method for simultaneous screening and optimization validated with crystallization of membrane proteins. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 103 (51), 19243-19248 (2006).
  15. Zhang, Q., Liu, X., Liu, D., Gai, H. Ultra-small droplet generation via volatile component evaporation. Lab Chip. 14 (8), 1395-1400 (2014).
  16. Baret, J. C., Beck, Y., Billas-Massobrio, I., Moras, D., Griffiths, A. D. Quantitative cell-based reporter gene assays using droplet-based microfluidics. Chem. Biol. 17 (5), 528-536 (2010).
  17. Brouzes, E., et al. Droplet microfluidic technology for single-cell high-throughput screening. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 106 (34), 14195-14200 (2009).
  18. Pei, J., Li, Q., Lee, M. S., Valaskovic, G. A., Kennedy, R. T. Analysis of samples stored as individual plugs in a capillary by electrospray ionization mass spectrometry. Anal. Chem. 81 (15), 6558-6561 (2009).
  19. Kelly, R. T., Page, J. S., Marginean, I., Tang, K., Smith, R. D. Dilution-free analysis from picoliter droplets by nano-electrospray ionization mass spectrometry. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (37), 6832-6835 (2009).
  20. Küster, S. K., et al. Interfacing droplet microfluidics with matrix-assisted laser desorption/ionization mass spectrometry: label-free content analysis of single droplets. Anal. Chem. 85 (3), 1285-1289 (2013).
  21. Pabst, M., Jefimovs, K., Zenobi, R., Dittrich, P. S. High-Resolution Droplet-Based Fractionation of Nano-LC Separations onto Microarrays for MALDI-MS Analysis. Analytical Chemistry. 86 (10), 4848-4855 (2014).
  22. Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. A New Microfluidics-Based Droplet Dispenser for ICPMS. Analytical Chemistry. 86 (12), 6012-6018 (2014).
  23. Ammerman, C. N., You, S. M. Determination of the boiling enhancement mechanism caused by surfactant addition to water. J. Heat Transfer. 118 (2), 429-435 (1996).
  24. Samel, B., Chowdhury, M. K., Stemme, G. The fabrication of microfluidic structures by means of full-wafer adhesive bonding using a poly(dimethylsiloxane) catalyst. J Micromech Microeng. 17 (8), 1710-1714 (2007).
  25. Basu, A. S. Droplet morphometry and velocimetry (DMV): a video processing software for time-resolved, label-free tracking of droplet parameters. Lab Chip. 13 (10), 1892-1901 (2013).
  26. Dziewatkoski, M. P., Daniels, L. B., Olesik, J. W. Time-resolved inductively coupled plasma mass spectrometry measurements with individual, monodisperse drop sample introduction. Anal. Chem. 68 (7), 1101-1109 (1996).
  27. Abate, A. R., Hung, T., Mary, P., Agresti, J. J., Weitz, D. A. High-throughput injection with microfluidics using picoinjectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (45), 19163-19166 (2010).
  28. Bremond, N., Thiam, A. R., Bibette, J. Decompressing emulsion droplets favors coalescence. Phys. Rev. Lett. 100 (2), 024501 (2008).
  29. Niu, X., Gulati, S., Edel, J. B., deMello, A. J. Pillar-induced droplet merging in microfluidic circuits. Lab Chip. 8 (11), 1837-1841 (2008).
  30. Song, H., Ismagilov, R. F. Millisecond kinetics on a microfluidic chip using nanoliters of reagents. J. Am. Chem. Soc. 125 (47), 14613-14619 (2003).
  31. Song, H., Chen, D. L., Ismagilov, R. F. Reactions in droplets in microflulidic channels. Angew. Chem., Int. Ed. 45 (44), 7336-7356 (2006).
  32. Lombardi, D., Dittrich, P. S. Droplet microfluidics with magnetic beads: a new tool to investigate drug-protein interactions. Anal. Bioanal. Chem. 399 (1), 347-352 (2011).
  33. Edgar, J. S., et al. Compartmentalization of chemically separated components into droplets. Angew. Chem., Int. Ed. 48 (15), 2719-2722 (2009).
  34. Edgar, J. S., et al. Capillary electrophoresis separation in the presence of an immiscible boundary for droplet analysis. Anal. Chem. 78 (19), 6948-6954 (2006).
  35. Baret, J. C., et al. Fluorescence-activated droplet sorting (FADS): efficient microfluidic cell sorting based on enzymatic activity. Lab Chip. 9 (13), 1850-1858 (2009).
  36. Agresti, J. J., et al. Ultrahigh-throughput screening in drop-based microfluidics for directed evolution. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 107 (9), 4004-4009 (2010).
check_url/it/52525?article_type=t

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Citazione di questo articolo
Verboket, P. E., Borovinskaya, O., Meyer, N., Günther, D., Dittrich, P. S. A Microfluidic Chip for ICPMS Sample Introduction. J. Vis. Exp. (97), e52525, doi:10.3791/52525 (2015).

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