Summary

Murine Nierentransplantations Technik

Published: October 20, 2015
doi:

Summary

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Abstract

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

Introduction

Seit 1973 wird die Nierentransplantation Modell bei Mäusen wurde ein wertvolles Forschungswerkzeug, aber technische Probleme haben ihren weit verbreiteten Einsatz behindert. Im Laufe der Jahre mehrere Arbeiten veröffentlicht worden Detaillierung Verbesserungen / Verfeinerungen dieses Verfahrens. Als ein Modell der primär vaskularisierte Organtransplantation ist dieses Verfahren wohl nur auf die heterotopen Herztransplantationsmodell, das auch von der Russell Labor im Jahr 1973 6 entwickelt wurde zweite. Beide Modelle eignen sich für die in allogenen Abstoßungsreaktionen, die Entwicklung der verzögerten Transplantatfunktion Forschung und Ischämie-Reperfusionsverletzung.

Eines der häufigsten Probleme mit Nierentransplantation gemeldet werden ist die relativ hohe Inzidenz von arterieller Thrombose 4,5,7, die wir auch in unserem Labor erlebt. Deshalb haben wir dargelegt, um eine Literaturübersicht der Thrombusbildung führen und möglicherweise die Ursache für diese technische Frage zu finden und auch entwickeln einmögliche Lösung. Die wahrscheinlichste Ursache der Thrombose ist die etwas gewundenen Pfad das Blut nimmt vom Empfänger Aorta in den Spender renale Aorta dann zum Spender Nierenarterie. Dieser Weg führt zu Turbulenzen in der Nierenarterie, die Thrombozytenaktivierung und Thrombusbildung führen kann. Basierend auf den bisherigen Beobachtungen und der Suche der einschlägigen Literatur 14.08 kamen wir auf eine neue Technik, die Thrombose auf 0% reduziert hat.

Die hier beschriebene Technik ist von früher berichteten Techniken bei der Bildung eines arteriellen Fersen- und Zehen Manschette, die Einrichtungen verbessern die Durchblutung und die Thrombusbildung signifikant verringert. Die Manschette wird durch Dividieren der infra-renale Aorta über die Fläche des renalen Arterien Ostium in einem Winkel von weniger als 45 o zur Längsachse der Aorta (1A & 1B) gebildet ist. Dies resultiert in einer Manschette ungefähr 2 mm in der Länge. Eine Venen Carrel Patch wird durch Durchtrennung der r gebildetenal Vene in das IVC dadurch den Durchmesser der Manschette erhöht wird. Die Infrarot-Nierenspender Abdominalaorta Fersen- und Zehen Manschette End-zu-Seite-Anastomose an den Empfänger abdominalen Aorta und der Geber Nierenvene / IVC Patch End-zu-Seite-Anastomose an den Empfänger abdominalen Vena cava inferior (IVC) . Des Harnleiters wird dann eingeführt und verankert ist, um der Blase, wie von Han et al. 3 beschrieben

Für diese Studie unbehandelten Transplantaten mit nur warme Ischämie Zeiten (dh., Keine kalte Ischämie) verglichen. In diesem Fall wird warme Ischämie bezieht sich auf die Zeit von der Unterbrechung des Blutflusses durch das Spenderniere (Schritt 1.11 unten) und Reperfusion des Transplantats in den Empfänger (Schritt 2.11 unten). Kaltischämiezeit bezieht sich auf die Zeit, die die Niere nicht perfundiert und in kalten Lagerung bis zum Beginn der Implantation aufbewahrt.

Protocol

Alle Mäuse wurden von The Jackson Laboratory (Bar Harbor, ME) erworben und wurden unter pathogenfreien Bedingungen an der University of Colorado Denver, Barbara Davis-Center Tierhaltung nach NIH-Richtlinien und mit Genehmigung der University of Colorado Denver IACUC untergebracht. 1. Spenderniere Ernte Sterilisieren Sie alle Instrumente, tragen sterile Handschuhe während des gesamten Verfahrens und die Aufrechterhaltung eines sterilen Bereich. Führen alle Operationen mit der Ve…

Representative Results

Diese Operationstechnik ermöglicht sowohl einfache Transplantatüberleben / Ablehnung Studien oder sehr komplex experimentelle Protokolle. In den folgenden Abbildungen zeigen wir die Vorteile der Verwendung dieser verbesserten arteriellen Anastomose Technik. Unter Verwendung dieser Technik haben wir deutlich auf 0% erhöht damit die Produktivität verringert die Häufigkeit von arteriellen Thrombosen von 35%. Wir haben diese Technik für über ein Jahr mit derselben 0% Thrombose Ergebnis aufrechterhalten verwen…

Discussion

Die Beherrschung dieser Transplantationstechnik ist schwierig, aber einmal erreicht ist ein sehr leistungsfähiges Forschungswerkzeug. Der Patient Chirurg / Forscher wird durch die Liebe zum Detail und die Konsistenz der Technik, die der Schlüssel zur Beherrschung jedem chirurgischen Eingriff, mehr noch in kleinen Tiermodellen ist belohnt. Die technischen Schwierigkeiten der Beherrschung der Maus Nierentransplantation sind viele Falten, und es ist sehr wahrscheinlich, dass Erfahrungen in anderen Kleintiertransplantatio…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Diese Arbeit wurde teilweise durch 1R03DK096151 unterstützt.

Materials

Instrument Roboz # Fine Science Tools # Arosurgical #
Straight micro-dissecting forcep #5 RS-5015 11295-51
Curved micro-dissecting forcep #7 RS-5047 11297-00
Curved serrated forcep RS-5137 11052-10
Vannas micro-dissecting scissors, short RS-5610 09.140.08
Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long 11.602.11
Micro spring handle needle holder 11.549.15
Straight mosquito forcep 91308-12
Micro-dissecting scissors, straight, blunt RS-5962 14078-10
Micro-dissecting scissors, curved, blunt RS-5981 14079-10
Micro retractor RS-6540
Instrument tray, 10” x 6 ½” x ¾” RT-1350S
Silk suture, 5/0, 22.5m spool 18020-50
Suture
10/0 nylon T4A10Q07
5/0 silk E19A05N
Gloves Drapes
Biogel from Medex Supply Precept, #64-9012-9
Syringes Cotton applicators
B-D 1cc insulin, #329424 Fisher-brand, #23-400-100
Povidone-Iodine swabs
PDI, #B40600
4/0 Cotton ties
Domestic cotton autoclaved with instruments

Riferimenti

  1. Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).
  2. Kalina, S. L., Mottram, P. L. A microsurgical technique for renal transplantation in mice. Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).
  3. Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. Modified technique for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).
  4. Ge, F., Gong, W. Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model. Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).
  5. Martins, P. N. Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).
  6. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
  7. Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. Kidney Transplantation in Mice. Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).
  8. Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses. Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).
  9. Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery. J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).
  10. Chesnutt, J. K., Han, H. C. Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels. J Biomech Eng. 133 (12), 121004 (2011).
  11. Han, H. C. Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity. J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).
  12. Gutierrez-Diaz, J. A., et al. Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery. Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).
  13. Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets. Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).
  14. Johnson, P. C., et al. Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels. Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).
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Citazione di questo articolo
Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine Kidney Transplant Technique. J. Vis. Exp. (104), e52848, doi:10.3791/52848 (2015).

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