Summary

טכניקת השתלת כליה בעכברים

Published: October 20, 2015
doi:

Summary

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

Abstract

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

Introduction

מאז 1973 מודל השתלת הכליה בעכברים היה כלי מחקר חשובים, אבל בעיות טכניות שהקשו על השימוש הנרחב שלה. במהלך השנים כמה מאמרים שפורסמו מפרטים שיפורים / חידודים להליך זה. כמודל של השתלת איברים מוצקה בעיקר כלי דם בהליך זה הוא כנראה שני רק למודל השתלת לב heterotopic שגם תוכנן על ידי המעבדה ראסל בשנת 1973 6. שני הדגמים להשאיל את עצמם כדי לחקור לתגובות דחייה אלוגנאית, הפיתוח של פונקצית שתל מושהה ופגיעת reperfusion איסכמיה.

אחת מהבעיות הנפוצות ביותר שדווח בהשתלת כליה הוא יחסית השכיחות הגבוהה של פקקת עורקי 4,5,7 שגם אנחנו חווינו במעבדה שלנו. לכן יצאנו לביצוע סקר ספרות של היווצרות קרישי דם ואולי למצוא את הסיבה לבעיה טכנית זה וגם לתכנןפתרון אפשרי. הסיבה הסבירה ביותר של פקקת היא הנתיב מפותל מעט הדם לוקח מאב עורקי הנמען, לאב עורקי הכליה התורם לאחר מכן על עורק הכליה התורם. בדרך זו גורמת למערבולת בעורק הכליה אשר יכול להוביל להפעלה של טסיות דם והיווצרות קרישי דם. בהתבסס על התצפיות האחרונות וחיפוש של ספרות רלוונטית 8-14 באנו עם טכניקה חדשה שצמצמה פקקת ל -0%.

הטכניקה המתוארת כאן משתנה מטכניקות שדווחו בעבר במבנה של שרוול העקב ובוהן עורקים שמתקנים השתפרו זרימת דם והמפחית באופן משמעותי היווצרות קרישי דם. השרוול נוצר על ידי חלוקת אב העורקים אינפרא כליה על פניו של ostium עורקי הכליות בזווית פחות מ -45 o לציר האורך של אב העורקים (איור 1 א & 1B). התוצאה שרוול כ 2 מ"מ באורך. תיקון קארל ורידים נוצר על ידי חוצה rוריד enal לתוך IVC וכך להגדיל את הקוטר של השרוול. אינפרא-כליות שרוול העקב ובוהן תורם בטן אב העורקים הוא מקצה לצד anastomosed לאב העורקים בבטן הנמען ווריד הכליה התורם / תיקון IVC הוא הסוף לצד anastomosed לווריד הנבוב נחות בטן הנמען (IVC) . שופכן הוא הציג אז ולמעוגן לשלפוחית ​​השתן כפי שתואר על ידי האן ואח '3.

במחקר זה השתלות שלא טופלו עם פעמים איסכמיה החמה בלבד (כלומר., אין איסכמיה הקרה) הן בהשוואה. במקרה זה איסכמיה החמה מתייחסת לזמן מהפסקת זרימת דם דרך הכליות התורמות (שלב 1.11 להלן) וreperfusion של השתל בנמען (שלב 2.11 להלן). איסכמיה הקרה מתייחסת לזמן שהכליות לא perfused ונשמר בקירור עד לתחילת הליך השתל.

Protocol

כל העכברים נרכשו מהמעבדה ג'קסון (בר הרבור, ME) ושוכנו בתנאים חופשיים הפתוגן באוניברסיטת קולורדו בדנוור, מתקן ברברה דייויס מרכז בעלי חיים על פי הנחיות NIH ועם אישורה של אוניברסיטת קולורדו דנבר IACUC. קציר כליות 1. התורם <ol style=";text-align:rig…

Representative Results

טכניקה ניתוחית זו מאפשרת לשני מחקרים פשוטים שתל הישרדות / דחייה, או פרוטוקולי ניסוי מורכבים למדי. בנתוני להלן אנחנו מדגימים את היתרונות של שימוש בטכניקה זו השקה משופרת עורקים. שימוש בטכניקה זו צמצמנו באופן משמעותי את השכיחות של פקקת עורקים מ -35% ל 0% ובכך להגדיל את התפו…

Discussion

מאסטרינג טכניקת השתלה זה קשה, אבל ברגע שהשיג את זה הוא כלי מחקר חזק מאוד. המנתח / חוקר המטופל יתוגמל על ידי תשומת לב לפרטים ועקביות של טכניקה, המהווה את המפתח לשליטה בכל הליך כירורגי, עוד יותר מכך במודלים של בעלי חיים קטנים. הקשיים הטכניים של שליטה בהשתלת הכליה העכבר הם …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכה בחלקו על ידי 1R03DK096151.

Materials

Instrument Roboz # Fine Science Tools # Arosurgical #
Straight micro-dissecting forcep #5 RS-5015 11295-51
Curved micro-dissecting forcep #7 RS-5047 11297-00
Curved serrated forcep RS-5137 11052-10
Vannas micro-dissecting scissors, short RS-5610 09.140.08
Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long 11.602.11
Micro spring handle needle holder 11.549.15
Straight mosquito forcep 91308-12
Micro-dissecting scissors, straight, blunt RS-5962 14078-10
Micro-dissecting scissors, curved, blunt RS-5981 14079-10
Micro retractor RS-6540
Instrument tray, 10” x 6 ½” x ¾” RT-1350S
Silk suture, 5/0, 22.5m spool 18020-50
Suture
10/0 nylon T4A10Q07
5/0 silk E19A05N
Gloves Drapes
Biogel from Medex Supply Precept, #64-9012-9
Syringes Cotton applicators
B-D 1cc insulin, #329424 Fisher-brand, #23-400-100
Povidone-Iodine swabs
PDI, #B40600
4/0 Cotton ties
Domestic cotton autoclaved with instruments

Riferimenti

  1. Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity. Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).
  2. Kalina, S. L., Mottram, P. L. A microsurgical technique for renal transplantation in mice. Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).
  3. Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. Modified technique for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).
  4. Ge, F., Gong, W. Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model. Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).
  5. Martins, P. N. Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice. Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).
  6. Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection. Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).
  7. Zhang, Z., Chen, H., Qian, S. Kidney Transplantation in Mice. Experimental Organ Transplantation. , 45-64 (2013).
  8. Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses. Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).
  9. Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery. J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).
  10. Chesnutt, J. K., Han, H. C. Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels. J Biomech Eng. 133 (12), 121004 (2011).
  11. Han, H. C. Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity. J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).
  12. Gutierrez-Diaz, J. A., et al. Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery. Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).
  13. Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets. Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).
  14. Johnson, P. C., et al. Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels. Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).
check_url/it/52848?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Plenter, R., Jain, S., Ruller, C. M., Nydam, T. L., Jani, A. H. Murine Kidney Transplant Technique. J. Vis. Exp. (104), e52848, doi:10.3791/52848 (2015).

View Video