The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.
The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.
Siden 1973 nyretransplantasjon modellen på mus har vært et verdifullt forskningsverktøy, men tekniske problemer har hindret utbredt bruk. Gjennom årene flere artikler er publisert detaljering forbedringer / forbedringer til denne prosedyren. Som en modell av primært vaskulariserte solid organtransplantasjon denne prosedyren er trolig andre bare til heterotop hjertetransplantasjon modell som også ble utviklet av Russell laboratoriet i 1973 seks. Begge modellene egner seg til forskning på allogene avvisning reaksjoner, utvikling av forsinket organfunksjon og iskemi reperfusjonsskade.
En av de vanligste problemene som skal rapporteres med nyretransplantasjon er den relativt høy forekomst av arteriell trombose 4,5,7 som vi også opplevde i vårt laboratorium. Derfor setter vi ut for å utføre en litteraturgjennomgang av trombedannelse og muligens finne årsaken til dette tekniske problemet, og å også tenke ut enmulig løsning. Den mest sannsynlige årsaken til blodpropp er den noe kronglete sti blodet tar fra mottakeren aorta, inn i donor nedsatt aorta deretter videre til donor nyrearterien. Denne banen bevirker turbulens i nyrearterien, som kan lede til blodplateaktivering og trombedannelse. Basert på de siste observasjoner og et søk av relevant litteratur 8-14 kom vi opp med en ny teknikk som har redusert trombose til 0%.
Teknikken som er beskrevet her, varierer fra tidligere rapporterte teknikker i dannelsen av en arteriell hæl-og-tå mansjett som anlegg forbedret blodstrøm og reduserer trombedannelse. Mansjetten er dannet ved å dele den infra-nyre aorta over flaten av renal arterielle ostium i en vinkel mindre enn 45 o til lengdeaksen av aorta (figur 1A og 1B). Dette resulterer i en mansjett omtrent 2 mm i lengde. En venøs Carrel patch er dannet av transecting renal vene inn i IVC og dermed øke diameteren av mansjetten. IR-nyre donor abdominale aorta hæl-og-tå mansjetten er ende-til-side anastomoseres til mottakeren abdominal aorta og donor nyrevenen / IVC patch er ende-til-side anastomoseres til mottakeren abdominale vena cava inferior (IVC) . Ureter blir deretter innført i og forankret til blæren, som beskrevet av Han et al tre.
For denne studien ubehandlede transplantasjoner med varm iskemi eneste ganger (ie., Ingen kald ischemi) er sammenlignet. I dette tilfellet varm ischemi refererer til tiden fra opphør av blodstrømmen gjennom nyrene donor (trinn 1.11 nedenfor) og reperfusjon av graftet i mottakeren (trinn 2.11). Cold iskemi henviser til den tid som nyrene ikke er perfunderes og holdes i kald lagring inntil begynnelsen av implantasjonen.
Maste dette transplantasjon teknikken er vanskelig, men når oppnådd det er en svært kraftig forskningsverktøy. Pasienten kirurg / forsker vil bli belønnet med fokus på detaljer og konsistens av teknikk, som er nøkkelen til å mestre alle kirurgiske inngrep, enda mer i små dyremodeller. De tekniske vanskelighetene med å mestre mus nyretransplantasjon er mange folder, og det er overveiende sannsynlig at erfaring i andre små dyr transplantasjons modeller må oppnås før takle denne prosedyren.
<p class="jove…The authors have nothing to disclose.
Dette arbeidet ble støttet delvis av 1R03DK096151.
Instrument | Roboz # | Fine Science Tools # | Arosurgical # |
Straight micro-dissecting forcep #5 | RS-5015 | 11295-51 | |
Curved micro-dissecting forcep #7 | RS-5047 | 11297-00 | |
Curved serrated forcep | RS-5137 | 11052-10 | |
Vannas micro-dissecting scissors, short | RS-5610 | 09.140.08 | |
Micro-dissecting scissors, straight, sharp, long | 11.602.11 | ||
Micro spring handle needle holder | 11.549.15 | ||
Straight mosquito forcep | 91308-12 | ||
Micro-dissecting scissors, straight, blunt | RS-5962 | 14078-10 | |
Micro-dissecting scissors, curved, blunt | RS-5981 | 14079-10 | |
Micro retractor | RS-6540 | ||
Instrument tray, 10” x 6 ½” x ¾” | RT-1350S | ||
Silk suture, 5/0, 22.5m spool | 18020-50 | ||
Suture | |||
10/0 nylon | T4A10Q07 | ||
5/0 silk | E19A05N | ||
Gloves | Drapes | ||
Biogel from Medex Supply | Precept, #64-9012-9 | ||
Syringes | Cotton applicators | ||
B-D 1cc insulin, #329424 | Fisher-brand, #23-400-100 | ||
Povidone-Iodine swabs | |||
PDI, #B40600 | |||
4/0 Cotton ties | |||
Domestic cotton autoclaved with instruments |