تقطير والتثبيت طرق مفيدة في الرئة ماوس لأبحاث السرطان
Summary
والهدف من هذه الورقة هو وصف أساليب بسيطة من شأنها أن تساعد إلى حد كبير في إعداد وتحليل الماوس الرئتين مع سرطان الرئة أو أمراض أخرى. نقدم 3 بروتوكولات ببساطة وبشكل موثوق تنفيذ instillations الرئة، والتثبيت، وقياسات حجم الرئة.
Abstract
القدرة على غرس وكلاء الحية، الخلايا، أو المواد الكيميائية مباشرة في الرئة دون جرح أو قتل الفئران هي أداة هامة في أبحاث السرطان الرئة. على الرغم من أن هناك عددا من الطرق التي تم نشرها تبين كيفية تدخله الفئران لقياس وظائف الرئة، لا شيء هم دون مشاكل المحتملة لتقطير القصبة الهوائية السريع في أفواج كبيرة من الفئران. في هذه الورقة، ووصف طريقة بسيطة وسريعة تمكن محقق للقيام بمثل هذه instillations بطريقة فعالة. هذه الطريقة لا تتطلب أي أدوات خاصة أو إضاءة ويمكن تعلم مع الممارسة قليلة جدا. أنه ينطوي التخدير الماوس، مما يجعل شق صغير في الرقبة لتصور القصبة الهوائية، ومن ثم ادخال قسطرة وريدية مباشرة. إغلاق شق صغير بسرعة مع لاصق الأنسجة، ويسمح للفئران لاسترداد. يمكن للطالب المهرة أو فني تفعل instillations بمعدل من 2 دقيقة / الماوس. مرة واحدة روقال انه تم تأسيس السرطان، وكثيرا ما يكون هناك حاجة لتحليل نسيجية الكمي للرئتين. علم الأمراض تقليديا عادة لا تهتم لتوحيد التضخم الرئة أثناء التثبيت، وغالبا ما تستند التحليلات على نظام تسجيل النقاط التي يمكن أن تكون ذاتية تماما. في حين أن هذا قد يكون وقت كاف بما فيه الكفاية لتقديرات الإجمالية لحجم الورم في الرئة، أي الكمي stereological السليم للبنية الرئة أو خلايا يتطلب إجراء التثبيت استنساخه واللاحق قياس حجم الرئة. نحن هنا وصف إجراءات بسيطة يمكن الاعتماد عليها لتحديد كلا الرئتين تحت ضغط ومن ثم قياس دقيق لحجم الرئة الثابتة. والشرط الوحيد هو توازن المخبرية التي هي دقيقة على مجموعة من 1 ملغ-300 غرام. الإجراءات المعروضة هنا وبالتالي يمكن أن تحسن بشكل كبير من القدرة على خلق وعلاجه، وتحليل سرطان الرئة في الفئران.
Introduction
لعدد من الأسباب، سرطان الرئة لم يتم دراستها على نطاق واسع في الماوس. وأحد أسباب ذلك هو أن الوصول إلى الرئة من الصعب جدا في الجسم الحي، وليس عادة يتم التحليل الكمي من الرئتين الثابتة. تم تصميم الطرق الموضحة في هذه الورقة لتصحيح هذا الوضع. الأهداف هنا هي لوصف أساليب بسيطة من شأنها أن تساعد إلى حد كبير في إعداد وتحليل الماوس الرئتين مع سرطان الرئة أو أمراض أخرى. في حين أن أيا من هذه الطرق هي جديدة تماما، لم تكن قد قدمت معا وسائل مستقل في الطريقة المبسطة كما هو موضح هنا.
كان هناك عدد من المخطوطات التي وصفتها وسائل لالتنبيب من الرئة الماوس في المقام الأول لغرض القيام ظائف الرئة تكرار أو غسل القصبات في الفئران الفردية في الدراسات الطولية. منذ أن الورقة الأصلية، كانت هناك العديد من الصحف الاخرى التي وصفت أساليب مختلفة لمذكرات التفاهمالبريد التنبيب 1 -9. وفي حين أن جميع هذه الأساليب يمكن أن تستخدم بنجاح، وعادة ما تتطلب قدرا كبيرا من التدريب، وغالبا ما تكون لا تخلو من نسبة الفشل غير بديهي. وبالإضافة إلى ذلك، من أجل إجراء قياسات وظائف الرئة، تحتاج قنية لتناسب القصبة الهوائية بإحكام بما فيه الكفاية بحيث لا يوجد أي تسرب الهواء. ومع ذلك، الاستخدام العملي آخر لالتنبيب هو تقديم وكلاء محددة (الخلايا السرطانية أو إهانات أخرى) أو العقاقير العلاجية مباشرة إلى الرئة. لا يتطلب هذا الإجراء قنية الضيقة ولا أي معدات متطورة وظائف الرئة. ميزة جديدة لهذا الأسلوب هو موضح هنا ينطوي على إجراء العمليات الجراحية البسيطة التي تسمح للتنبيب دون أي إمكانية للقنية دخول المريء. هذا النهج بسيط يمكن التنبيب ناجحة مع التدريب أو الخبرة قليل نسبيا. ما يصل الى 30 الفئران / ساعة يمكن علاجها باستخدام هذا النهج مع نسبة الفشل تقترب من الصفر.
مرة واحدة رانه الفئران تكون جاهزة للضحى، ثم يمكن إزالة الرئتين المصابين أو سرطانية لنسيجية وتحليل الباثولوجي. ومع ذلك، من أجل تحديد أي المتغيرات نسيجية بشكل صحيح للمقارنة مع غيرها من الرئتين، من الضروري توحيد إجراءات تثبيت وتحديد بشكل صحيح حجم الرئة الثابتة 10. وتصف هذه الورقة بالتفصيل الإجراءات البسيطة التي تسمح إجراءات التثبيت موحدة وكذلك وسيلة لقياس حجم الرئة الثابتة. حجم هو المقياس الأساسي في تحديد مقدار الأنسجة، لأنه بدون مثل هذا القرار الحجم، الكثافة النسبية فقط ويمكن قياس 10. مرة واحدة ومن المعروف أن حجم الرئة، ومع ذلك، يمكن بعد ذلك كميا القياسات المطلقة للخلايا والقياسات الهيكلية الأخرى في الرئة.
Protocol
Representative Results
Discussion
الإجراءات المذكورة هنا لديها العديد من المزايا. أولا المعدات المطلوبة بسيطة وغير مكلفة. ثانيا، التنبيب يمكن أن يتم بسرعة مع أخطاء قليلة. ثالثا، القدرة على إصلاح الرئتين عند ضغط ثابت، ومن ثم قياس حجم الرئة ثابتة تسمح الكمي السليم للهياكل أو الخلايا في الرئة 10. </p…
Materials
| Laboratory Balance | Ohaus | Adventurer Pro Model AV 313 | Other balances can be used if they have a range of 1 – 300g |
| 20 g Luer intravenous catheter | Insylte | Several other possible vendors, e.g., Jelco Optiva | |
| 500 mL laboratory bottle | Various | Several other possible vendors |
Riferimenti
- Brown, R. H., Walters, D. M., Greenberg, R. S., Mitzner, W. A method of endotracheal intubation and pulmonary functional assessment for repeated studies in mice. J Appl Physiol. 87, 2362-2365 (1999).
- Walters, D. M., Wills-Karp, M., Mitzner, W. Assessment of cellular profile and lung function with repeated bronchoalveolar lavage in individual mice. Physiol Genomics. 2, 29-36 (2000).
- Hamacher, J., et al. Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination. Laboratory animals. 42, 222-230 (2008).
- Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Laboratory. 41, 128-135 (2007).
- Zhao, X., et al. A technique for retrograde intubation in mice. Lab animal. 35, 39-42 (2006).
- Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies. Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 44, 52-55 (2005).
- Vergari, A., et al. A new method of orotracheal intubation in mice. European review for medical and pharmacological sciences. 8, 103-106 (2004).
- Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. Video-assisted orotracheal intubation in mice. Laboratory animals. 37, 204-206 (2003).
- Hastings, R. H., Summers-Torres, D. Direct Laryngoscopy in Mice. Contemporary topics in laboratory animal science / American Association for Laboratory Animal Science. 38, 33-35 (1999).
- Hsia, C. C., Hyde, D. M., Ochs, M., Weibel, E. R. An official research policy statement of the American Thoracic Society/European Respiratory Society: standards for quantitative assessment of lung structure. Am J Respir Crit Care Med. 181, 394-418 (2010).
- Foster, W. M., Walters, D. M., Longphre, M., Macri, K., Miller, L. M. Methodology for the measurement of mucociliary function in the mouse by scintigraphy. J Appl Physiol. 90, 1111-1117 (2001).
- Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. Journal of visualized experiments : JoVE. , e50601 (2013).
- Das, S., Macdonald, K., Chang, H. Y., Mitzner, W. A simple method of mouse lung intubation. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2013).
- MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J Appl Physiol. 106, 984-987 (2009).
- Lum, H., Mitzner, W. Effects of 10% formalin fixation on fixed lung volume and lung tissue shrinkage. American Reveiw of Respiratory Diseases. 132, 1078-1083 (1985).
- Bishai, J., Fields, M. J., Mitzner, W. Comparison of Mouse Lung Volumes Inflated with Air and Instilled Fixatives. Proc Am Thorac Soc. 3, A549 (2006).
- Mitzner, W., Brown, R., Lee, W. In vivo measurement of lung volumes in mice. Physiol Genomics. 4, 215-221 (2001).
