Summary

動静脈瘻の障害の新規マウスモデル:詳細の外科的手順

Published: February 03, 2016
doi:

Summary

Here we present a murine model of arteriovenous fistula (AVF) failure in which a clinically relevant anastomotic configuration is incorporated. This model can be used to study the pathophysiology and to test possible therapeutic interventions.

Abstract

The arteriovenous fistula (AVF) still suffers from a high number of failures caused by insufficient remodeling and intimal hyperplasia from which the exact pathophysiology remains unknown. In order to unravel the pathophysiology a murine model of AVF-failure was developed in which the configuration of the anastomosis resembles the preferred situation in the clinical setting. A model was described in which an AVF is created by connecting the venous end of the branch of the external jugular vein to the side of the common carotid artery using interrupted sutures. At a histological level, we observed progressive stenotic intimal lesions in the venous outflow tract that is also seen in failed human AVFs. Although this procedure can be technically challenging due to the small dimensions of the animal, we were able to achieve a surgical success rate of 97% after sufficient training. The key advantage of a murine model is the availability of transgenic animals. In view of the different proposed mechanisms that are responsible for AVF failure, disabling genes that might play a role in vascular remodeling can help us to unravel the complex pathophysiology of AVF failure.

Introduction

機能的な血管アクセス導管は生き続けるために慢性血液透析に依存腎不全患者のために極めて重要です。動静脈瘻(AVF)の建設は、現在、血管アクセスのための好ましい選択肢です。しかし、AVF関連した合併症は、慢性血液透析を受けている患者のための罹患率の主要な原因を構成しています。広範な科学的な努力にもかかわらず、小説のどれもAVFの耐久性の大幅な改善をもたらすでしたAVFへのアクセスに関連した合併症を減らすために近づいていません。この残念​​な進歩の一部は、血液透析アクセス障害の根底にある病態生理の不完全な理解に関係します。

AVアクセス障害の病態生理を解明するために、厳密にヒト病理を模倣する動物モデルは、最も重要です。この点で、動物種だけでなく、吻合部位、必要な抗凝固療法とサージ後のフォローアップの期間ryは、アカウント1に入れなければなりません。大型動物は、新たな治療戦略を開発することを目的とした介入研究のために最も適しているが、マウスモデルは、トランスジェニックマウスの在庫状況によりAV・アクセス障害の根底にある分子メカニズムでより多くの洞察を得るための大きな可能性を持っています。また、マウスの大多数は、より大きな動物での使用に比べて低コストで、この目的のために使用することができます。

AVF障害の最初のマウスモデルはKweiとらによって 2004年に記載されたこのモデルでは2、のAVFは、血管内カテーテルを使用して、エンド・ツー・エンドの方法で頸動脈と頸静脈を用いて構築しました。このモデルは、エンドツーエンドの構成及び血管内カテーテルの存在が人間のAVFのためのこのモデルの有効性を制限するが、のAVFの早期静脈適応を研究するのに有用であり得ます。改良されたAVFモデルはCastierやによって導入された。3最後のました頸動脈は、頸静脈の側に接続されています。しかしながら、血液透析患者でのAVFは通常、動脈の側に静脈の端部をanatomizingによって構成されています。それは導管4内の血行力学的プロファイルを決定するため、AVFの正確な構成は、AVアクセスモデルの重要な特徴です。後者は、機能不全および内膜肥厚(IH)5のその後の発展を内皮細胞への重要な貢献者です。

小説のマウスモデルは、最近、ヒト6で利用されているものと同一の解剖学的構成で開発されました。このモデルでは、AVFは断続縫合で総頸動脈の側に外頸静脈の枝の先端を吻合することにより、C57BL / 6マウスに作成されます。本論文では、複雑な病態を解明することを目的とし、このマウスモデルの普及を促進するために、このモデルの顕微手順に焦点を当てます血液透析アクセス失敗の。

Protocol

すべての実験は、ライデン大学医療センターの動物福祉に関する委員会によって承認されました。 1.動物の準備と麻酔三から四パーセントイソフルランで満たされた連続麻酔導入チャンバー内のマウス(1-3ヶ月齢)を麻酔。 首と電気かみそりを使用して、左上の脚の内側部分の腹側を剃ると毛を除去するために、テープ片を使用します。 両眼に眼?…

Representative Results

吻合( 図1)を作成した後、開存はまもなく血管鉗子で静脈流出路を閉塞することによって評価されるべきです。吻合は、特許である場合には、閉塞に対する血管管の近位は明らかに拍動の方法で展開する必要があります。さらに、開通性を効果的に血管造影( 図2)として機能する近赤外蛍光透視法(NIRF)を使用して確認されます。 (図2)に示されて…

Discussion

AVFは、血液透析治療でアキレス腱であると考えられます。残念ながら、AVFはまだ失敗8-10の高い数に苦しんでいます。根底にあるメカニズムに関する広範な研究にもかかわらず、正確な病態生理は不明のまま。 AVFの故障のための多数のマウスモデルは、既に文献2,3,11,12に記載されています。しかし、これらのモデルはいずれも、ほとんどの臨床状況で使用されている動脈側吻…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study was supported by a grant from the Dutch Kidney Foundation (KJPB 08.0003).

Carolien Rothuizen is acknowledged for her contribution to the study. Hoang Pham is acknowledged for his assistance with the pathology work-up.

Materials

Dissecting microsocpe Leica M80
Forceps Medicon 07.61.25
Vascular forceps S&T JFL-3D.2
Vascular forceps S&T D-5a.2
Forceps Roboz SS/45
Micro scissor 5 mm blade Fine science tools 15000-08
Micro scissor 2 mm blade Fine science tools 15000-03
Scissor Medicon 05.12.21
Clip applier 1 S&T CAF-4
Vascular clamp 1 S&T B-1V
Clip applier 2 BBraun FE572K
Vascular clamp 2 BBraun FE740K
Hemostatic forceps BBraun BH110
10.0 sutures BBraun G1117041
6.0 sutures BBraun 768464
Cauterizer Fine science tools 18010-00
Needle holder Medicon 11.82.18
Ocular ointment Pharmachemie 41821101
Chlorhexidine tincture 0,5% Leiden University Medical Center NA
Heparin Leo Pharma 012866-08
Buprenorphin RB Pharmaceuticals  283732
Isoflurane Pharmachemie 45,112,110
Anesthesia mask Maastricht university custom made
Midazolam Actavis AAAC6877
Dexmedetomidine Orion 141-267
Fentanyl Bipharma 15923002
Continuous anaesthetic induction chamber Vet-tech solutions AN010R

Riferimenti

  1. Rotmans, J. I. Animal Models for Studying Pathophysiology of Hemodialysis Access. The Open Urology & Nephrology Journal. 7, 14-21 (2014).
  2. Kwei, S., et al. Early adaptive responses of the vascular wall during venous arterialization in mice. Am.J.Pathol. 164 (1), 81-89 (2004).
  3. Castier, Y., et al. Characterization of neointima lesions associated with arteriovenous fistulas in a mouse model. Kidney Int. 70 (2), 315-320 (2006).
  4. Krishnamoorthy, M. K., et al. Hemodynamic wall shear stress profiles influence the magnitude and pattern of stenosis in a pig AV fistula. Kidney Int. 74 (11), 1410-1419 (2008).
  5. Ene-Iordache, B., Cattaneo, L., Dubini, G., Remuzzi, A. Effect of anastomosis angle on the localization of disturbed flow in ‘side-to-end’ fistulae for haemodialysis access. Nephrol. Dial. Transplant. 28 (4), 997-1005 (2013).
  6. Wong, C. Y., et al. Vascular remodeling and intimal hyperplasia in a novel murine model of arteriovenous fistula failure. J.Vasc.Surg. 59 (1), 192-201 (2014).
  7. Rekhter, M., Nicholls, S., Ferguson, M., Gordon, D. Cell proliferation in human arteriovenous fistulas used for hemodialysis. Arterioscler. Thromb. 13 (4), 609-617 (1993).
  8. Falk, A. Maintenance and salvage of arteriovenous fistulas. J. Vasc. Interv. Radiol. 17 (5), 807-813 (2006).
  9. Tordoir, J. H., et al. Prospective evaluation of failure modes in autogenous radiocephalic wrist access for haemodialysis. Nephrol. Dial. Transplant. 18 (2), 378-383 (2003).
  10. Dixon, B. S., Novak, L., Fangman, J. Hemodialysis vascular access survival: upper-arm native arteriovenous fistula. Am. J. Kidney Dis. 39 (1), 92-101 (2002).
  11. Yang, B., Shergill, U., Fu, A. A., Knudsen, B., Misra, S. The mouse arteriovenous fistula model. J. Vasc. Interv. Radiol. 20 (7), 946-950 (2009).
  12. Kang, L., et al. Regional and systemic hemodynamic responses following the creation of a murine arteriovenous fistula. Am. J. Physiol Renal Physiol. 301 (4), F845-F851 (2011).
  13. Wong, C. Y., et al. Elastin is a key regulator of outward remodeling in arteriovenous fistulas. Eur. J. Vasc. Endovasc. Surg. 49 (4), 480-486 (2015).
  14. Kennedy, R., et al. Does renal failure cause an atherosclerotic milieu in patients with end-stage renal disease. Am. J. Med. 110 (3), 198-204 (2001).
  15. Cheung, A. K., et al. Atherosclerotic cardiovascular disease risks in chronic hemodialysis patients. Kidney Int. 58 (1), 353-362 (2000).
  16. Lee, T., et al. Severe venous neointimal hyperplasia prior to dialysis access surgery. Nephrol. Dial. Transplant. 26 (7), 2264-2270 (2011).
  17. Kokubo, T., et al. CKD accelerates development of neointimal hyperplasia in arteriovenous fistulas. J. Am. Soc. Nephrol. 20 (6), 1236-1245 (2009).
check_url/it/53294?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Wong, C. Y., de Vries, M. R., Wang, Y., van der Vorst, J. R., Vahrmeijer, A. L., van Zonneveld, A., Hamming, J. F., Roy-Chaudhury, P., Rabelink, T. J., Quax, P. H. A., Rotmans, J. I. A Novel Murine Model of Arteriovenous Fistula Failure: The Surgical Procedure in Detail. J. Vis. Exp. (108), e53294, doi:10.3791/53294 (2016).

View Video