Summary

マウスの気管の迅速な挿管のための改善された方法

Published: February 22, 2016
doi:

Summary

この記事では、挿管を経由して、マウスの気管に直接ブレオマイシンを投与するための迅速かつ簡単な方法を提示します。この方法の主な利点は、習得が容易で、それは非常に再現可能であることであり、特殊な装置または長い回復時間を必要としません。

Abstract

Despite some anatomical and physiological differences, mouse models continue to be an essential tool for studying human lung disease. Bleomycin toxicity is a commonly used model to study both acute lung injury and fibrosis, and multiple methods have been developed for administering bleomycin (and other toxic agents) into the lungs. However, many of these approaches, such as transtracheal instillation, have inherent drawbacks, including the need for strong anesthetics and survival surgery. This paper reports a quick, reproducible method of intratracheal intubation that involves mild inhaled anesthesia, visualization of the trachea, and the use of a surrogate spirometer to confirm exposure. As a proof of concept, 8-12 week old C57BL/6 mice were administered either 2.0 U/kg of bleomycin or an equivalent volume of PBS, and both damage and fibrotic endpoints were measured post-exposure. This procedure allows researchers to treat a large cohort of mice in a relatively short period with little expense and minimal post-procedure care.

Introduction

畜産観点からいくつかの解剖学的および生理学的な違いにもかかわらず、1マウスモデルは、ヒトの生物学と疾患の病因をモデル化するための非常に貴重であり続ける。2、マウスは、取り扱いが容易で低繁殖時間を持って、加速寿命、かつ比較的安価です家へ。多様な遺伝的系統と戦略( 例えば 、条件付きノックアウト、レポーターマウス、系統追跡手法など)、ならびに入手可能な試薬の広い範囲( 例えば 、抗体、組換えタンパク質、阻害剤の開発と、等)、マウスは、ヒト恒常性と疾患過程を明らかにするために不可欠なモデル脊椎動物の生物となっている。3

マウスはヒトで4 ALIは、外傷、傷害、または敗血症によって引き起こされ得る。急性肺損傷(ALI)および肺線維症などの肺の状態を研究するために特に有益であったと上皮を特徴とし内皮リーク( すなわち、浮腫)、炎症、および新生線維症。多くの患者では、ALIは、その重篤な形態、しばしば線維症、呼吸不全のために死をもたらす急性呼吸窮迫症候群(ARDS)、へと進行する。5,6肺線維症は、細胞外マトリックスの過剰沈着を特徴とする進行、致命的な病態であります、最も顕著に私が損なわ肺機能につながる、型コラーゲン。ブレオマイシンの7,8管理局(BLM)は、実験動物でALIおよび線維症を誘導するための最も広く使用されていると最もよく特徴付けられたモデルである。9げっ歯類におけるBLM誘発肺線維症はありませんが、完全にヒトの線維性の表現型を再現ではない、このモデルと10マウス研究は、疾患の発症と進行に影響を与える多くの重要な要因の発見につながっている。11

BLM誘発性線維形成の背後にある正確なメカニズム(s)は不明であるが、開始けが誘導気道および肺胞、特に、1型肺の内側を覆う上皮細胞における接触依存性DNA鎖切断に起因すると考えられる。12 BLMおよび肺上皮との間の直接接触の必要性は、頑強な送達経路の重要性を強調、およびこれらの懸念はまた、組換えタンパク質、抗体、siRNAを、ウイルス、細菌、微粒子、および多くを含む遠位気道を標的とする治療法の広い範囲に密接な関係がある。口腔咽頭吸引(OPA)が広く、この目的の13のために使用されてきたが、OPAの主な欠点は、送達される薬剤の一部がそれによって投与量に不正確さをもたらす、胃腸管に飲み込むことができることです。もう一つの広く使用されているアプローチは、直接気道への薬剤の気管や点滴を露出するために強力な麻酔下で気管切開を伴う経気管点滴、である。14しかし、だけでなく、そのようなよいです手順、その浸 ​​潤性に望ましくないこと、それはまた、時間がかかり、訓練の公平なビットを必要とし、気道に対して強力な障害を引き起こします。15,16、いくつかのプロトコルが開発されているに薬剤の直接投与を含みます外科的介入を必要とせずに気管、16,17,18,19,20が、これらの方法は、強力な麻酔薬によって引き起こされる長期の回復時間、高価な装置( すなわち 、耳鏡/喉頭鏡、市販の手順ボード、光ファイバの使用を含みます投与量に関しては、ワイヤなど)、口腔内での操作の過剰、および不確実性。

本論文では、研究者が迅速、安価に、かつ確実に周囲の組織への残留損傷の限定されたリスクとマウスの肺に試薬を植え付けることができます挿管による投与の比較的容易な方法を記載しています。

Protocol

ワシントンとシーダーズ・サイナイ医療センターの大学の施設内動物管理使用委員会(IACUC)は、これらの研究のために必要な動物の作業を承認しました。 1.準備平滑末端鉗子と降圧介してオートクレーブの両方を滅菌します。 生物学的安全キャビネットを使用して、凍結乾燥粉末からPBSでBLMの作業ストックを準備します。偶数混合を確実にするために35 kHzで10分間この?…

Representative Results

挿管マウスは2.5%2,2,2- トリブロモエタノールの腹腔内注射を介して、10または17日後に、体重減少及び苦痛を毎日モニターし、4を屠殺した。他の場所21に記載のように気管支肺胞洗浄 (BAL)は、PBSの3回の洗浄で回収しました、および右肺は、10%ホルマリンで固定し、パラフィン包埋し、ワシントン組織学とイメージングコア22の大学の?…

Discussion

エアロゾル化が原因で制限された試薬の利用可能性、安全性、またはコストに実用的ではない例において、直接気管内投与は、肺への外因性薬剤の送達のための優れた方法である16経気管点滴注入が広くこれを達成するために使用されています。しかしながら、すべての外科的介入と同様に、それはまた、それを使用して手順自体に起因する合併症の可能性を運び、そして必ずしも薬…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

著者らは、トリクローム染色および分析のヘルプのためにワシントン大学の組織学とイメージングコアのブライアン・ジョンソンに感謝します。この作品は、NIHの助成金HL098067とHL089455によってサポートされていました。

Materials

Bleomycin For Injection, 30 units/vial APP Pharmaceuticals, LLC 103720 For best results, BLM should be suspended in PBS, aliquoted, and stored as single use lyophilzed aliquots
Blunt End Forceps N/A N/A
Tongue Depressor (i.e. bent Valleylab Blade Electrode, 2.4")  Covidien E1551G Before use, create a 45 degree bend 1.5 cm  from the blade tip. A suitable depressor can also be created from any metal implement of similar dimensions. 
Exel Safelet Catheter 22G X 1" Exel International 26746
1 mL Slip-tip Disposable Tuberculin Syringe (200/sp, 1600/ca) BD 309659
0.2ml Pipettor and Filter Tips N/A N/A
Fiber-Lite Illuminator. Model 181-1: Model 180 mated with Standard Dual Gooseneck illuminator Dolan Jenner Industries, Inc. 181-1 Lower output LED illuminators are not recommended as they fail to suficiently illuminate the trachea.
Intubation Board N/A N/A See Diagram 1.
Colored Label Tape: 0.5 in. Wide Fisherbrand 15-901-15A
Oxygen  N/A N/A
Phosphate-Buffered Saline, 1X Corning 21-040-CV Product should be sterile
Non-Sterile Silk Black Braided Suture Spool, 91.4 m, Size 4-0 Harvard Apparatus 517698
Table Top Anesthesia Machine Isoflurane Highland Medical Equipment N/A http://www.highlandmedical.net/
Slide Top Induction Mouse Isoflurane Chamber MIP / Anesthesia Technologies AS-01-0530-SM
FORANE (isoflurane, USP) Liquid For Inhalation 100 mL  Baxter 1001936040
 Nanozoomer Digital Pathology system Hamamatsu
IgM ELISA Quantification Kit  Bethyl Laboratories E90-101

Riferimenti

  1. Hyde, D. M., Hamid, Q., Irvin, C. G. Anatomy, pathology, and physiology of the tracheobronchial tree: emphasis on the distal airways. J Allergy Clin Immunol. 124, S72-S77 (2009).
  2. Rosenthal, N., Brown, S. The mouse ascending: perspectives for human-disease models. Nat Cell Biol. 9, 993-999 (2007).
  3. Peters, L. L., et al. The mouse as a model for human biology: a resource guide for complex trait analysis. Nat Rev Genet. 8, 58-69 (2007).
  4. Baron, R. M., Choi, A. J., Owen, C. A., Choi, A. M. Genetically manipulated mouse models of lung disease: potential and pitfalls. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 302, 485-497 (2012).
  5. Sharma, S. Acute respiratory distress syndrome. BMJ Clin Evid. 2010, (2010).
  6. Saguil, A., Fargo, M. Acute respiratory distress syndrome: diagnosis and management. Am Fam Physician. 85, 352-358 (2012).
  7. Wilson, M. S., Wynn, T. A. Pulmonary fibrosis: pathogenesis, etiology and regulation. Mucosal Immunol. 2, 103-121 (2009).
  8. Wuyts, W. A., et al. The pathogenesis of pulmonary fibrosis: a moving target. Eur Respir J. 41, 1207-1218 (2013).
  9. Mouratis, M. A., Aidinis, V. Modeling pulmonary fibrosis with bleomycin. Curr Opin Pulm Med. 17, 355-361 (2011).
  10. Moeller, A., Ask, K., Warburton, D., Gauldie, J., Kolb, M. The bleomycin animal model: a useful tool to investigate treatment options for idiopathic pulmonary fibrosis?. Int J Biochem Cell Biol. 40, 362-382 (2008).
  11. Myllärniemi, M., Kaarteenaho, R. Pharmacological treatment of idiopathic pulmonary fibrosis – preclinical and clinical studies of pirfenidone, nintedanib, and N-acetylcysteine. European Clinical Respiratory Journal. 2, (2015).
  12. Reinert, T., Baldotto, C. S. d. R., Nunes, F. A. P., Scheliga, A. A. d. S. Bleomycin-Induced Lung Injury. Journal of Cancer Research. 2013, 1-9 (2013).
  13. Lakatos, H. F., et al. Oropharyngeal aspiration of a silica suspension produces a superior model of silicosis in the mouse when compared to intratracheal instillation. Exp Lung Res. 32, 181-199 (2006).
  14. Helms, M. N., Torres-Gonzalez, E., Goodson, P., Rojas, M. Direct tracheal instillation of solutes into mouse lung. J Vis Exp. , (2010).
  15. Osier, M., Oberdorster, G. Intratracheal inhalation vs intratracheal instillation: differences in particle effects. Fundam Appl Toxicol. 40, 220-227 (1997).
  16. Driscoll, K. E., et al. Intratracheal instillation as an exposure technique for the evaluation of respiratory tract toxicity: Uses and Limitations. Toxicol Sci. 55, 24-35 (2000).
  17. MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. An improved simple method of mouse lung intubation. J Appl Physiol (1985). 106, 984-987 (1985).
  18. Spoelstra, E. N., et al. A novel and simple method for endotracheal intubation of mice. Lab Anim. 41, 128-135 (2007).
  19. Cai, Y., Kimura, S. Noninvasive intratracheal intubation to study the pathology and physiology of mouse lung. J Vis Exp. , e50601 (2013).
  20. Starcher, B., WIlliams, I. A method for intratracheal instillation of endotoxin into the lungs of mice. Lab Anim. 23, 234-240 (1989).
  21. Daubeuf, F., Frossard, N. Performing bronchoalveolar lavage in the mouse. Curr Protoc Mouse Biol. 2, 167-175 (2012).
  22. Li, Y., et al. Severe lung fibrosis requires an invasive fibroblast phenotype regulated by hyaluronan and CD44. J Exp Med. 208, 1459-1471 (2011).
  23. Grazioli, S., et al. CYR61 (CCN1) overexpression induces lung injury in mice. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 308, L759-L765 (2015).
  24. Redente, E. F., et al. Tumor necrosis factor-alpha accelerates the resolution of established pulmonary fibrosis in mice by targeting profibrotic lung macrophages. Am J Respir Cell Mol Biol. 50, 825-837 (2014).
  25. Lawrenz, M. B., Fodah, R. A., Gutierrez, M. G., Warawa, J. Intubation-mediated intratracheal (IMIT) instillation: a noninvasive, lung-specific delivery system. J Vis Exp. , e52261 (2014).
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Citazione di questo articolo
Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice. J. Vis. Exp. (108), e53771, doi:10.3791/53771 (2016).

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