Summary

Immobilisering af Multi-biokatalysatorer i alginatkugler for cofaktor Regeneration og Forbedret Genbrugelighed

Published: April 22, 2016
doi:

Summary

Præsenteret er protokollen for co-immobilisering hel-celle biokatalysatorer til cofaktor regenerering og forbedret genanvendelighed, ved hjælp af produktion af L-xylulose som eksempel. Cofaktoren regenerering opnås ved kobling to Escherichia coli stammer, der udtrykker funktionelt komplementære enzymer; helcelle-biokatalysator immobilisering opnås ved celleindkapsling i calciumalginatperler.

Abstract

Vi har for nylig udviklet en enkel, genanvendelige og koblet hel-celle biokatalytisk systemet med evnen til cofaktor regenerering og biokatalysator immobilisering til forbedret fremstilling udbytte og vedvarende syntese. Beskrevet hermed er den eksperimentelle procedure for udviklingen af et sådant system, der består af to E. coli-stammer, der udtrykker funktionelt komplementære enzymer. Sammen kan disse to enzymer fungere kooperativt at mediere regenerering af dyre cofaktorer til forbedring af produktudbyttet af bioreaktion. Desuden rapporteres fremgangsmåden til syntetisering en immobiliseret form af den koblede biokatalytiske system ved indkapsling af hele celler i calciumalginatperler. Som et eksempel, præsenterer vi den forbedrede biosyntesen af L-xylulose ud fra L-arabinitol ved kobling E. coli-celler, der udtrykker enzymerne L-arabinitol dehydrogenase eller NADH oxidase. Under optimale betingelser og under anvendelse af en initial koncentration på 150mM L-arabinitol, nåede den maksimale L-xylulose udbytte 96%, hvilket er højere end dem, der rapporteres i litteraturen. Den immobiliseret form af de koblede hel-celle biokatalysatorer viste god driftsstabilitet, vedligeholdelse 65% af udbyttet opnået i den første cyklus efter 7 cykler af successiv genbrug, mens det frie celle systemet næsten helt mistet den katalytiske aktivitet. Derfor metoder rapporteret her giver to strategier, som kunne hjælpe med at forbedre den industrielle produktion af L-xylulose samt andre tillægstjenester forbindelser kræver brug af cofaktorer i almindelighed.

Introduction

Reduktiv helcelle-biotransformation anvendelse af mikroorganismer er blevet en udbredt fremgangsmåde til kemo-enzymatiske syntese af kommercielt og terapeutisk vigtige biomolekyler 1 3. Den præsenterer en række fordele i forhold til brugen af isolerede enzymer, især afskaffelse af omkostningstunge downstream rensningsprocesser og demonstration af en forlænget levetid 4 7. For biokatalytiske veje hvor der kræves cofaktorer for produktdannelse, hel-celle-systemer har potentiale til at tilvejebringe in situ cofaktor regenerering via tilsætning af billige elektrondonerende co-substrater 5,8,9. Imidlertid er denne kapacitet formindskes til reaktioner, der kræver et støkiometrisk koncentration af sjældne eller dyre co-substrater 10 13. Sammen med dårlig genanvendelighed af hele celler, dette vanskeliggør etableringen af ​​en skalerbar og løbende produktion system. Strategiske modifikationer af hel-celle-systemer til disse cofaktor-afhængige biotransformation skal overvinde de førnævnte begrænsninger. Konkret har kombinationen af hel-celle biokatalysatorer, der arbejder kooperativt er vist signifikant at øge produktiviteten og stabiliteten af de nærede enzymer 14. Disse faktorer, som ofte kritiske for, at storstilet produktion af kommercielt levedygtige produkter, kan optimeres yderligere ved co-immobilisering biokatalytiske mikrober 15. Vi har for nylig udviklet en enkel og genbruges helcelle biokatalytisk system, der tillader både cofaktor regenerering og biokatalysator immobilisering for L-xylulose produktion 16. I denne undersøgelse blev dette system anvendes som et eksempel for at illustrere de eksperimentelle procedurer anvendelsen af ​​disse to strategier til forbedret biotransformation produktionsudbyttet og biokatalysator genanvendelighed.

L-xylulose tilhører en class af biologisk nyttige molekyler opkaldt sjældne sukre. Sjældne sukkerarter er unikke monosaccharider eller sukkerderivater, der forekommer meget sjældent i naturen, men spiller afgørende roller som anerkendelse elementer i bioaktive molekyler 17,18. De har en række ansøgninger fra sødemidler, funktionelle fødevarer til potentielle terapeutika 19. L-xylulose kan anvendes som en potentiel inhibitor af flere a-glucosidaser, og kan også anvendes som en indikator for hepatitis eller levercirrose 17,20. Højeffektiv omdannelse af xylitol til L-xylulose i hel-celle-systemer er tidligere blevet rapporteret i Pantoea ananatis 21,22, Alcaligenes sp. 701 B 23, Bacillus pallidus Y25 24,25 og Escherichia coli 26. I E. coli, blev det imidlertid kun opnås ved hjælp af lav (<67 mM) xylitol koncentrationer 26 på grund af potentielle hæmmende virkninger af en startkoncentration xylitol højere end 100 mm på xylitol-4-dehydrogenase aktivitet 21,26. Den termodynamiske ligevægt mellem xylulose og xylitol har vist sig at kraftigt favoriserer dannelsen af xylitol 25,27. Derudover er xylulose udbytte begrænset af mængden af dyre cofaktorer, der skal leveres i mangel af en di situ cofaktor regenerering system. Tilsammen udgør disse faktorer begrænse mulighederne for skalering til bæredygtige systemer til L-xylulose biosyntese.

For at overvinde disse begrænsninger og forbedre L-xylulose biotransformation udbytte blev strategien for cofaktor regenerering ansat først ved at etablere en koblet hel-celle biokatalytisk system. Specifikt L-arabinitol-4-dehydrogenase (EF 1.1.1.12) fra Hypocrea jecorina (HjLAD), et enzym i L-arabinose kataboliske pathway af svampe, blev udvalgt til at katalysere omdannelsen af L-arabinitol til L-xylulose 28,29 . Ligesom mange biosyntetiske enzymer, en større limitation af HjLAD er, at det kræver en støkiometrisk mængde af den dyre nikotinamidadenindinukleotid cofaktor (NAD + er den oxiderede form af NADH) at udføre denne omdannelse. NADH oxidase fundet i Streptococcus pyogenes (SpNox) har vist sig at vise high cofaktor-regeneration aktivitet 30,31. Ved at udnytte denne egenskab ved SpNox, E. coli-celler, der udtrykker HjLAD til produktion af L-xylulose blev koblet med E. coli-celler, der udtrykker SpNox til regenerering af NAD + til at øge L-xylulose produktion afbildet ved den koblede reaktion er vist i figur 1A. Under optimale betingelser og under anvendelse af en initial koncentration på 150 mM L-arabinitol, nåede den maksimale L-xylulose udbytte 96%, hvilket gør dette system meget mere effektiv end dem rapporteret i litteraturen.

Strategien med hel-celle-immobilisering blev anvendt næste for yderligere at forøge genanvendeligheden af ​​det koblede biocatalytic-system. Almindeligt anvendte metoder til hel-celle immobilisering omfatter adsorption / kovalent linker til faste matricer, cross-linking / indespærring og indkapsling i polymere netværk 32. Blandt disse fremgangsmåder er den mest egnede fremgangsmåde til celle immobilisering er indkapsling i calciumalginatperler. Deres milde geleringsegenskaber, inaktivt vandig matrix og høj porøsitet bidrage til at bevare de fysiologiske egenskaber og funktionalitet af de indkapslede biologiske 33. Derfor er den koblede biokatalysator indeholdende både E. coli celler indeholdende HjLAD eller SpNox blev immobiliseret i calcium alginat perler til at gøre det muligt for flere cykler af L-xylulose produktion (figur 2) .Den immobiliserede biokatalysator systemet viste god driftsstabilitet, vedligeholdelse 65% af konverteringen udbyttet af den første cyklus efter 7 cykler af successive genbrug, mens det frie celle systemet næsten helt mistet sin katalytiske aktivitet.

Protocol

1. helcelle Biocatalysts Fremstilling BEMÆRK: Det rekombinante E. coli celler indeholdende pET28a- SpNox 31 eller pET28a- HjLAD 28 er følgende benævnt E. coli SpNox og E. coli HjLAD henholdsvis. Inokulere en enkelt koloni af E. coli HjLAD i 3 ml Luria-Bertani (LB) medium suppleret med kanamycin (50 ug / ml) og inkuberes i en inkubator-ryster O / N ved 37 ° C, 250 rpm. </…

Representative Results

For at aktivere cofaktor regenerering blev L-xylulose syntese udført i en koblet helcelle biokatalytisk indeholdende E. coli HjLAD og E. coli SpNox celler. Efter optimering af forskellige parametre blev genanvendelighed af dette system forbedres ved at immobilisere det på calcium alginatkugler (figur 2). L-xylulose Produktion med cofaktor Rege…

Discussion

Den seneste teknologiske fremskridt har muliggjort en kraftig stigning i kommercialiseringen af ​​rekombinante bioterapeutiske, hvilket resulterer i en gradvis stigning i deres markedsværdi i den bioteknologiske industri. En sådan avancement er fremkomsten af metabolic engineering i rekombinante mikroorganismer, som har vist en meget lovende i etableringen skalerbare industrielle systemer 38. Som med de fleste processer, vellykket kommercialisering af rekombinante biomolekyler fremstillet ved genetisk m…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denne forskning blev støttet af Basic Science Research Program gennem National Research Foundation Korea (NRF) finansieret af Ministeriet for Uddannelse, Videnskab og Teknologi (NRF-2013R1A1A2012159 og NRF-2013R1A1A2007561), Konkuk Universitet og Institut for Kemiteknik og mCubed Program ved University of Michigan.

Materials

LB broth  Sigma Aldrich L3022-6X1KG
Kanamycin Fisher BP906-5
Isopropyl β-D-thiogalactopyranoside (IPTG) Sigma Aldrich I6758-10G
Tris base Fisher BP1521
B-Nicotinamide adenine dinucleotide hydrate Sigma Aldrich N7004-1G
L-Arabinitol Sigma Aldrich A3506-10G
L-Cysteine Sigma Aldrich 168149
Sulfuric acid Sigma Aldrich 320501-500ML
Carbazole Sigma Aldrich C5132
Ethanol  Fisher BP2818-4
Sodium alginate Sigma Aldrich W201502
Calcium chloride dihydrate Sigma Aldrich 223506-500G
Excella E24 shaker incubator New Brunswick Scientific
Cary 60 UV-Vis Spectrophotometer Agilent Technologies
Centrifuge 5810R Eppendrof
Beakers Fisher
Syringe Fisher
Needle Fisher
Pioneer Analytical and Precision Weighing Balance Ohaus

Riferimenti

  1. Carballeira, J. D., et al. Microbial cells as catalysts for stereoselective red-ox reactions. Biotech Adv. 27 (6), 686-714 (2009).
  2. Sun, B., Kantzow, C., Bresch, S., Castiglione, K., Weuster-Botz, D. Multi-enzymatic one-pot reduction of dehydrocholic acid to 12-keto-ursodeoxycholic acid with whole-cell biocatalysts. Biotechnol. Bioeng. 110 (1), 68-77 (2013).
  3. Smith, M. R., Khera, E., Wen, F. Engineering novel and improved biocatalysts by cell surface display. Ind. Eng. Chem. Res. 54 (16), 4021-4032 (2015).
  4. Wen, F., Sun, J., Zhao, H. Yeast surface display of trifunctional minicellulosomes for simultaneous saccharification and fermentation of cellulose to ethanol. Appl. Environ. Microbiol. 76 (4), 1251-1260 (2009).
  5. Siedler, S., Bringer, S., Bott, M. Increased NADPH availability in Escherichia coli: improvement of the product per glucose ratio in reductive whole-cell biotransformation. Appl. Microbiol. Biotechnol. 92 (5), 929-937 (2011).
  6. Kim, C. S., Seo, J. H., Kang, D. G., Cha, H. J. Engineered whole-cell biocatalyst-based detoxification and detection of neurotoxic organophosphate compounds. Biotech Adv. 32 (3), 652-662 (2014).
  7. Tufvesson, P., Lima-ramos, J., Nordblad, M., Woodley, J. M. Guidelines and cost analysis for catalyst production in biocatalytic processes. Org. Process Res. Dev. 15 (1), 266-274 (2011).
  8. Mouri, T., Michizoe, J., Ichinose, H., Kamiya, N., Goto, M. A recombinant Escherichia coli whole cell biocatalyst harboring a cytochrome P450cam monooxygenase system coupled with enzymatic cofactor regeneration. Appl Microbiol Bioechnol. 72 (3), 514-520 (2006).
  9. Xiao, Z., et al. A novel whole-cell biocatalyst with NAD+ regeneration for production of chiral chemicals. PloS one. 5 (1), e8860 (2010).
  10. Zhao, H., van der Donk, W. A. Regeneration of cofactors for use in biocatalysis. Curr. Opin. Biotechnol. 14 (6), 583-589 (2003).
  11. Thomas, S. M., Dicosimo, R., Nagarajan, V. Biocatalysis: applications and potentials for the chemical industry. Trends Biotechnol. 20 (6), 238-242 (2002).
  12. Wang, Y., Li, L., Ma, C., Gao, C., Tao, F., Xu, P. Engineering of cofactor regeneration enhances (2S,3S)-2,3-butanediol production from diacetyl. Sci Rep. 3, 2643 (2013).
  13. Uppada, V., Bhaduri, S., Noronha, S. B. Cofactor regeneration – an important aspect of biocatalysis. Curr. Sci. India. 106 (7), 946-957 (2014).
  14. Fu, N., Peiris, P., Markham, J., Bavor, J. A novel co-culture process with Zymomonas mobilis and Pichia stipitis for efficient ethanol production on glucose/xylose mixtures. Enzyme Microb. Technol. 45 (3), 210-217 (2009).
  15. Chen, H. -. Y., Guan, Y. -. X., Yao, S. -. J. A novel two-species whole-cell immobilization system composed of marine-derived fungi and its application in wastewater treatment. J. Chem. Technol. Biotechnol. 89 (11), 1733-1740 (2014).
  16. Gao, H., et al. Repeated production of L-xylulose by an immobilized whole-cell biocatalyst harboring L-arabinitol dehydrogenase coupled with an NAD+ regeneration system. Biochem. Eng. J. 96, 23-28 (2015).
  17. Beerens, K., Desmet, T., Soetaert, W. Enzymes for the biocatalytic production of rare sugars. J Ind Microbiol Biotechnol. 39 (6), 823-834 (2012).
  18. Poonperm, W., Takata, G., Izumori, K. Polyol conversion specificity of Bacillus pallidus. Biosci., Biotechnol., Biochem. 72 (1), 231-235 (2008).
  19. Leviiz, G., Zehner, L., Saunders, J., Beedle, J. Sugar substitutes: their energy values, bulk characteristics and potential health benefits. Am. J. Clin. Nutr. 62 (5), 1161S-1168S (1995).
  20. Zhang, Y. -. W., Tiwari, M. K., Jeya, M., Lee, J. -. K. Covalent immobilization of recombinant Rhizobium etli CFN42 xylitol dehydrogenase onto modified silica nanoparticles. Appl Microbiol Bioechnol. 90 (2), 499-507 (2011).
  21. Aarnikunnas, J. S., Pihlajaniemi, A., Palva, A., Leisola, M., Nyyssölä, A. Cloning and expression of a Xylitol-4-Dehydrogenase gene from Pantoea ananatis. Appl. Environ. Microbiol. 72 (1), 368-377 (2006).
  22. Doten, R. C., Mortlock, R. P. Production of D- and L-Xylulose by mutants of Klebsiella pneumoniae and Erwinia uredovora. Appl. Environ. Microbiol. 49 (1), 158-162 (1985).
  23. Khan, A. R., Tokunaga, H., Yoshida, K., Izumori, K. Conversion of Xylitol to L-Xylulose by Alcaligenes sp. 701B-cells. J. Ferment. Bioeng. 72 (6), 488-490 (1991).
  24. Poonperm, W., Takata, G., Morimoto, K., Granström, T. B., Izumori, K. Production of L-xylulose from xylitol by a newly isolated strain of Bacillus pallidus Y25 and characterization of its relevant enzyme xylitol dehydrogenase. Enzyme Microb. Technol. 40 (5), 1206-1212 (2007).
  25. Takata, G., Poonperm, W., Morimoto, K., Izumori, K. Cloning and overexpression of the xylitol dehydrogenase gene from Bacillus pallidus and its application to L-xylulose production. Biosci., Biotechnol., Biochem. 74 (9), 1807-1813 (2010).
  26. Usvalampi, A., Kiviharju, K., Leisola, M., Nyyssölä, A. Factors affecting the production of L-xylulose by resting cells of recombinant Escherichia coli. J. Ind. Microbiol. Biotechnol. 36 (10), 1323-1330 (2009).
  27. Rizzi, M., Harwart, K., Bui-Thananh, N. -. A., Dellweg, H. A kinetic study of the NAD+-Xylitol-Dehydrogenase from the yeast Pichia stipitis. J. Ferment. Bioeng. 67 (1), 25-30 (1989).
  28. Pail, M., et al. The metabolic role and evolution of L-arabinitol 4-dehydrogenase of Hypocrea jecorina. Eur. J. Biochem. 271 (10), 1864-1872 (2004).
  29. Tiwari, M. K., et al. pH-rate profiles of L-arabinitol 4-dehydrogenase from Hypocrea jecorina and its application in L-xylulose production. Bioorg. Med. Chem. Lett. 24 (1), 173-176 (2014).
  30. Gao, H., et al. Role of surface residue 184 in the catalytic activity of NADH oxidase from Streptococcus pyogenes. Appl. Microbiol. Biotechnol. 98 (16), 7081-7088 (2014).
  31. Gao, H., Tiwari, M. K., Kang, Y. C., Lee, J. -. K. Characterization of H2O-forming NADH oxidase from Streptococcus pyogenes and its application in L-rare sugar production. Bioorg. Med. Chem. Lett. 22 (5), 1931-1935 (2012).
  32. Roy, I., Gupta, M. N. Hydrolysis of starch by a mixture of glucoamylase and pullulanase entrapped individually in calcium alginate beads. Enzyme Microb. Technol. 34 (1), 26-32 (2004).
  33. Gombotz, W. R., Wee, S. F. Protein release from alginate matrices. Adv Drug Deliv Rev. 31 (3), 267-285 (1998).
  34. Smrdel, P., Bogataj, M., Mrhar, A. The influence of selected parameters on the size and shape of alginate beads prepared by ionotropic Gelation. Sci Pharm. 76 (1), 77-89 (2008).
  35. Idris, A., Wahidin, S. Effect of sodium alginate concentration, bead diameter, initial pH and temperature on lactic acid production from pineapple waste using immobilized Lactobacillus delbrueckii. Process Biochem. 41 (5), 1117-1123 (2006).
  36. Lee, K. Y., Mooney, D. J. Alginate: properties and biomedical applications. Prog. Polym. Sci. 37 (1), 106-126 (2012).
  37. Chen, X. -. H., Wang, X. -. T., et al. Immobilization of Acetobacter sp. CCTCC M209061 for efficient asymmetric reduction of ketones and biocatalyst recycling. Microb. Cell Fact. 11 (1), 119-131 (2012).
  38. Yadav, V. G., et al. The future of metabolic engineering and synthetic biology: Towards a systematic practice. Metab. Eng. 14 (3), 233-241 (2012).
  39. Demain, A. L. From natural products discovery to commercialization: a success story. J Ind Microbiol Biotechnol. 33 (7), 486-495 (2006).
  40. Baneyx, F., Mujacic, M. Recombinant protein folding and misfolding in Escherichia coli. Nature Biotechnol. 22 (11), 1399-1408 (2004).
  41. De Marco, A., Deuerling, E., Mogk, A., Tomoyasu, T., Bukau, B. Chaperone-based procedure to increase yields of soluble recombinant proteins produced in E. coli. BMC Biotechnol. 7, 32-40 (2007).
  42. Terpe, K. Overview of bacterial expression systems for heterologous protein production: from molecular and biochemical fundamentals to commercial systems. Appl. Microbiol. Biotechnol. 72 (2), 211-222 (2006).
  43. Alper, H., Fischer, C., Neviogt, E., Stephanopoulos, G. Tuning genetic control through promoter engineering. PNAS. 103 (8), 12678-12683 (2006).
  44. Salis, H. M., Mirsky, E. A., Voigt, C. A. Automated design of synthetic ribosome binding sites to control protein expression. Nat. Biotechnol. 27 (10), 946-950 (2009).
  45. Riaz, Q. U., Masud, T. Recent trends and applications of encapsulating materials for probiotic stability. Crit Rev Food Sci Nutr. 53 (3), 231-244 (2013).
  46. Hossain, G. S., Li, J., et al. One-step biosynthesis of α-keto-γ-methylthiobutyric acid from L-methionine by an Escherichia coli whole-cell biocatalyst expressing an engineered L-amino acid deaminase from Proteus vulgaris. PloS one. 9 (12), e114291 (2014).
  47. Bhushan, B., Pal, A., Jain, V. Improved enzyme catalytic characteristics upon glutaraldehyde cross-linking of alginate entrapped xylanase Isolated from Aspergillus flavus MTCC 9390. Enzyme Res. (218704), (2015).
  48. Chen, R. Bacterial expression systems for recombinant protein production: E. coli and beyond. Biotech Adv. 30 (5), 1102-1107 (2012).
  49. Truppo, M. D., Hughes, G. Development of an improved immobilized CAL-B for the enzymatic resolution of a key intermediate to odanacatib. Org. Process Res. Dev. 15 (5), 1033-1035 (2011).
  50. Twala, B. V., Sewell, B. T., Jordaan, J. Immobilisation and characterisation of biocatalytic co-factor recycling enzymes, glucose dehydrogenase and NADH oxidase, on aldehyde functional ReSyn polymer microspheres. Enzyme Microb. Technol. 50 (6-7), 331-336 (2012).
  51. Wang, X. -. T., et al. Biocatalytic anti-Prelog stereoselective reduction of ethyl acetoacetate catalyzed by whole cells of Acetobacter sp. CCTCC M209061. J. Biotechnol. 163 (3), 292-300 (2013).
  52. Rios-Solis, L., et al. Modelling and optimisation of the one-pot, multi-enzymatic synthesis of chiral amino-alcohols based on microscale kinetic parameter determination. Chem. Eng. Sci. 122, 360-372 (2015).
  53. Wang, B., Barahona, M., Buck, M. A modular cell-based biosensor using engineered genetic logic circuits to detect and integrate multiple environmental signals. Biosens Bioelectron. 40 (1), 368-376 (2013).
  54. Saratale, R. G., Saratale, G. D., Kalyani, D. C., Chang, J. S., Govindwar, S. P. Enhanced decolorization and biodegradation of textile azo dye Scarlet R by using developed microbial consortium-GR. Bioresour. Technol. 100 (9), 2493-2500 (2009).
  55. Malik, A. Metal bioremediation through growing cells. Environ. Int. 30 (2), 261-278 (2004).
  56. Bazot, S., Lebeau, T. Effect of immobilization of a bacterial consortium on diuron dissipation and community dynamics. Bioresour. Technol. 100 (18), 4257-4261 (2009).
  57. Brethauer, S., Studer, M. H. Consolidated bioprocessing of lignocellulose by a microbial consortium. Energy Environ Sci. 7 (4), 1446 (2014).
  58. Malusá, E., Sas-Paszt, L., Ciesielska, J. Technologies for beneficial microorganisms inocula used as biofertilizers. Sci World J. 2012 (491206), (2012).
  59. Brune, K. D., Bayer, T. S. Engineering microbial consortia to enhance biomining and bioremediation. Front Microbiol. 3 (203), (2012).
check_url/it/53944?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Gao, H., Khera, E., Lee, J., Wen, F. Immobilization of Multi-biocatalysts in Alginate Beads for Cofactor Regeneration and Improved Reusability. J. Vis. Exp. (110), e53944, doi:10.3791/53944 (2016).

View Video