JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicina

Обнаружение иконографии в естественных условиях , CaspaseTracker биосенсор

Published: February 01, 2018
doi:
10.3791/54107
, ,
1Institute for Basic Biomedical Sciences,Johns Hopkins University School of Medicine, 2School of Life Sciences,Chinese University of Hong Kong, 3Department of Neurosurgery,Johns Hopkins University School of Medicine

Summary

Воскресение Христово технически сложно обнаружить в естественных условиях , потому что клетки, которые обратили вспять процесс гибели клеток может быть морфологически отличаются от нормальных здоровых клеток. Здесь мы описываем протоколы для обнаружения и отслеживания клетки, которые проходят иконографии в живых животных с помощью нашей недавно разработанных в естественных условиях системы биосенсор CaspaseTracker.

Abstract

Воскресение Христово (греческого «восходящая к жизни») явление недавно обнаружили клеток восстановления которой умирая клетки можно отменить смерти поздней стадии клеточных процессов, которые обычно считаются сути необратимым. Содействие иконографии может в принципе спасения или заповедник ранения клетки, которые трудно заменить например кардиомиоцитов или нейроны, способствуя тем самым восстановлению тканей. И наоборот подавления иконографии в раковых клетках, проходят apoptosis после противораковых терапий, может обеспечить смерть клетки рака и уменьшить вероятность рецидива. Однако эти исследования сдерживаются отсутствием инструментов для отслеживания судьбы клеток, которые проходят иконографии в живых животных. Задача заключается в определении клетки, которые обратили вспять процесс смерти клеток, несмотря на их морфологически нормальных внешний вид после восстановления. Для преодоления этой трудности, мы разработали дрозофилы и млекопитающих CaspaseTracker биосенсор систем, которые могут идентифицировать и постоянно следить за anastatic клетки в vitro или в естественных условиях. Здесь мы представляем в vivo протоколы для генерации и использования системы CaspaseTracker двойной биосенсора для обнаружения и отслеживания иконографии в Drosophila melanogaster после переходных воздействия раздражителей смерти клетки. В то время как обычные биодатчики и протоколы можно пометить клетки активно проходят смерть клетки apoptotic, CaspaseTracker биосенсор постоянно можно пометить клетки, которые оправились после активации caspase – признаком поздней стадии апоптоза, и одновременно определите активные apoptotic процессы. Этот биодатчик можно также отслеживать восстановление клеток, которые пытались другие формы смерти клетки, которые прямо или косвенно вовлечены активность каспазы. Таким образом этот протокол позволяет нам постоянно отслеживать судьбу этих клеток и их потомства, облегчения будущих исследований биологических функций, молекулярные механизмы, физиологических и патологических последствий и терапевтические последствия Воскресение Христово. Мы также обсуждаем соответствующие элементы управления для различения клетки, которые проходят иконографии от тех, которые отображают активность каспазы-apoptotic в естественных условиях.

Introduction

Программированной гибели клеток, например, апоптоз, играет важную роль в эмбриональном развитии и нормальный гомеостаз, устраняя нежелательные, раненых или опасные клетки многоклеточных организмов1,2,3. Потеря равновесия между клеточной смерти и выживания может привести к фатальным последствиям таких, как рак, сердечная недостаточность, аутоиммунные заболевания и дегенерации4,5,6,,78. Активация палача, который caspases традиционно считается «точка невозврата» в апоптоз9,10,11, как он вызывает быстрое и массовое разрушение клеточных12, 13,14,,1516. Вызов этой общей догма, мы продемонстрировали, что искусственный умирающего первичные элементы и раковые клетки можно восстановить не только после активации caspase, но также следующие важные ячейки признаки смерти, включая плазматической мембраны блеббинг, сжатие клеток, митохондриальной фрагментации, выпуск митохондрий цитохрома c в цитозоль, ядерной и конденсацию хроматина, повреждение ДНК, ядерных фрагментации, клеток поверхностного воздействия фосфатидилсерина (PS) и формирование apoptotic тела 17 , 18 , 19 , 20 , 21. Мы предлагаем, что воскресение — это явление восстановления внутренней ячейки, как умирающий клеток можно восстановить после удаления клеток смерть раздражители17,18,19,20, 21. Мы придумал термин «Воскресение» (Αναστάσης)18, что означает «растет к жизни» в переводе с греческого, до описать это явление восстановления неожиданные клеток. Наши наблюдения иконографии подкрепляется последние независимые исследования, которые также выявить восстановление клеток после Фосфатидилсерин экстернализации22,23,24, ограниченный митохондриальной наружной мембрана permeabilization25, активация линии смешанных киназа как (MLKL) и клеток усадка26.

Характеризуя механизмы, регулирующие Воскресение Христово будет иметь радикальным изменениям физиологических и патологических терапевтического последствия. Воскресение Христово может представлять ранее неизвестных цитопротективного механизм для спасения или сохранить важные постмитотических клеток и тканей, которые трудно заменить и, возможно, учетная запись для разворота сердечной недостаточности, желудочковая разгрузки с левого желудочка помощь после травмы мозга32устройства (LVADs)27,28, восстановление фоторецепторных клеток после переходных воздействия чрезмерной свет29,30,31, или ремонт нейронов. Если так содействия иконографии может повысить восстановления клеток и тканей. И наоборот Воскресение Христово может быть неожиданным побег тактика, используемая раковые клетки выжить вызывая клеток смерть терапии, вызывая рак повторения17,18. Таким образом подавляя иконографии смерти раковые клетки во время и после лечения рака может быть Роман терапевтические стратегии для лечения рака путем предотвращения их возобновления.

Во время процесса иконографии мы обнаружили, что некоторые восстановленные клетки приобрела постоянных генетические изменения и прошли онкогенных преобразования, вероятно, из-за повреждения ДНК понесенные в апоптоз18,20,21 . Вспять процесс смерти повреждение ДНК клеток может быть механизмом tumorigenesis, потенциально лежащие в основе наблюдения, что повторные повреждения тканей увеличивает риск развития рака в различных тканях, таких, как хронический термической травмы пищевода индуцированной потребление очень горячие напитки33,34,35, повреждение печени из-за алкоголизма36,37, эволюция опухоли после генотоксичных рака терапии38, 39,40и разработка новых видов рака от нормальных тканей, которые возникают в периоды между циклами терапия против рака41,42,,4344 . Значение true, если ориентация иконографии может предотвратить или задержать развитие рака и прогрессии. Мы обнаружили, что голод индуцированной умирающие клетки семенозачатка проходят иконографии в повторную отправку дрозофилы19.  Если иконографии встречается в зародышевых клеток с повреждения ДНК, это может быть счет для наблюдения, что продолжительное экологический стресс способствует развитию генетических заболеваний. Например голод способствуют развитию следующих наследуемых болезней, таких как диабет и ишемической болезни сердца45. Таким образом воскресение понимание может привести к стратегии для предотвращения развития наследуемые заболеваний, вызванных этой потенциальным механизмом.

Чтобы использовать открытие иконографии и направить его в разработке инновационных методов лечения, важно изучить причину и следствие иконографии в живых животных. Однако это технически сложно идентифицировать и отслеживать anastatic клетки в естественных условиях, потому что клетки, которые оправились от процесса смерти клетки появляются морфологически отличаются от нормальных здоровых клеток, и нет никаких биомаркер иконографии выявлены еще17,18,21. Для решения этих проблем, мы недавно разработали новый в vivo caspase биосенсор места для «CaspaseTracker»19, идентифицировать и отслеживать клетки, которые выживают после активацию caspase19,46, апоптоз Отличительной чертой апоптоз10,14. Отличить его от «реального времени» caspase биодатчики Скат12,47, Apoliner48, CA-GFP49, ApoAlert18,50,51 C3AIs и iCasper52 , обнаруживать активность каспазы продолжается, CaspaseTracker биосенсор дополнительно включает способность постоянно ярлык клетки что Экспресс caspase деятельность даже временно. Таким образом CaspaseTracker биосенсор позволяет долгосрочные отслеживания иконографии после обращения вспять caspase опосредованной ячейки смерти процесс в естественных условиях.

Protocol

1) подготовка CaspaseTracker биосенсор мух Анестезировать мух с CO2и использовать кисть для передачи 7 до 10 caspase чувствительных Gal4 (DQVD)19 девственной женщины и 7 10 G-Trace53 Gal4 репортер молодых мужчин мух (или наоборот) в же флакон с летать продовольствия и пасты све?…

Representative Results

Хотя промежуток времени живой клетки микроскопии является надежным методом для тракта иконографии в культивируемых клеток20, это сложно определить, какие клетки претерпели иконографии в животных, потому что восстановленные клетки появляются морфологически отличаются от…

Discussion

Система двойной биосенсор CaspaseTracker Роман и уникальный инструмент, который позволяет обнаруживать последние или текущих caspase активности и отслеживания клеток, которые обратили вспять смерти клетки процесс и выжить после испытывают caspase активность в естественных усл…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы благодарим Darren Obbard для дрозофилы изображения в рисунок отождествлены и видео рукописи; J. Мари Hardwick, Уэйд Гибсон и Хизер м. Lamb ценные обсуждения этой рукописи. Эта работа была поддержана, сэр Эдвард Youde Мемориал стипендий (H.L.T.), д-р Вальтер Szeto Мемориальная стипендия (H.L.T.), Фулбрайт Грант 007-2009 (H.L.T.), наука о жизни исследовательский фонд стипендий (H.L.T.) и NCI K22 Грант CA204458 (H.L.T.). Хо Лам Тан был Shurl и Кей Курчи фонд парень жизни наук исследовательский фонд (2014-2017 годы).

Materials

CONSUMABLES AND REAGENTS
Vectashield mounting medium Vector Products H-1000 Antifade mounting medium
Vectashield mounting medium (with DAPI) Vector Products H-1200 Antifade mounting medium with DAPI
Forceps Ted Pella #505 (110mm, #5) Dumont tweezer biology grade, stainless steel
Hanging Drop Slides Fisher Scientific 12-565B Glass slides
Hoechst 33342 Molecular Probes H1399 DNA stain
Mitotracker Red CMXRos  Molecular Probes M-7512 Mitochondria stain
Cleaved caspase-3 (Asp175) antibody Cell Signaling Technology #9661 Stain for active fragment of caspase-3
Bovine Serum Albumin (BAS) Sigma-Aldrich A8806 Blocking agent for immunostaining
Phosphate Buffered Saline  VWR 114-056-101 Medium for washing and immunostaining
Triton™ X-100 Sigma-Aldrich T8787 Detergent for cell permeabilization
Name Company Catalog Number Comments
EQUIPMENT
LSM780 confocal microscope Carl Zeiss N/A Imaging
Carl Zeiss Stereomicroscope Stemi 2000  Carl Zeiss N/A Drosophila dissection
AmScope Fiber Optic Dual Gooseneck Microscope Illuminator, 150W AmScope WBM99316  Light source
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Kerr, J. F., Wyllie, A. H., Currie, A. R. Apoptosis: a basic biological phenomenon with wide-ranging implications in tissue kinetics. Br J Cancer. 26, 239-257 (1972).
  2. Jacobson, M. D., Weil, M., Raff, M. C. Programmed cell death in animal development. Cell. 88, 347-354 (1997).
  3. Fuchs, Y., Steller, H. Programmed cell death in animal development and disease. Cell. 147, 742-758 (2011).
  4. Hanahan, D., Weinberg, R. A. Hallmarks of cancer: the next generation. Cell. 144, 646-674 (2011).
  5. Narula, J., et al. Apoptosis in myocytes in end-stage heart failure. N Engl J Med. 335, 1182-1189 (1996).
  6. Nagata, S. Apoptosis and autoimmune diseases. Ann N Y Acad Sci. 1209, 10-16 (2010).
  7. Mattson, M. P. Apoptosis in neurodegenerative disorders. Nat Rev Mol Cell Biol. 1, 120-129 (2000).
  8. Hotchkiss, R. S., Strasser, A., McDunn, J. E., Swanson, P. E. Cell death. N Engl J Med. 361, 1570-1583 (2009).
  9. Green, D., Kroemer, G. The central executioners of apoptosis: caspases or mitochondria?. Trends Cell Biol. 8, 267-271 (1998).
  10. Riedl, S. J., Shi, Y. Molecular mechanisms of caspase regulation during apoptosis. Nat Rev Mol Cell Biol. 5, 897-907 (2004).
  11. Kroemer, G., et al. Classification of cell death: recommendations of the Nomenclature Committee on Cell Death 2009. Cell Death Differ. 16, 3-11 (2009).
  12. Takemoto, K., Nagai, T., Miyawaki, A., Miura, M. Spatio-temporal activation of caspase revealed by indicator that is insensitive to environmental effects. J Cell Biol. 160, 235-243 (2003).
  13. Luthi, A. U., Martin, S. J. The CASBAH: a searchable database of caspase substrates. Cell Death Differ. 14, 641-650 (2007).
  14. Taylor, R. C., Cullen, S. P., Martin, S. J. Apoptosis: controlled demolition at the cellular level. Nat Rev Mol Cell Biol. 9, 231-241 (2008).
  15. Chipuk, J. E., Moldoveanu, T., Llambi, F., Parsons, M. J., Green, D. R. The BCL-2 family reunion. Mol Cell. 37, 299-310 (2010).
  16. Julien, O., Wells, J. A. Caspases and their substrates. Cell Death Differ. 24, 1380-1389 (2017).
  17. Tang, H. L., Yuen, K. L., Tang, H. M., Fung, M. C. Reversibility of apoptosis in cancer cells. Br J Cancer. 100, 118-122 (2009).
  18. Tang, H. L., et al. Cell survival, DNA damage, and oncogenic transformation after a transient and reversible apoptotic response. Mol Biol Cell. 23, 2240-2252 (2012).
  19. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In vivo CaspaseTracker biosensor system for detecting anastasis and non-apoptotic caspase activity. Sci Rep. 5, 9015 (2015).
  20. Tang, H. L., Tang, H. M., Hardwick, J. M., Fung, M. C. Strategies for tracking anastasis, a cell survival phenomenon that reverses apoptosis. J Vis Exp. , (2015).
  21. Tang, H. M., Talbot, C. C., Fung, M. C., Tang, H. L. Molecular signature of anastasis for reversal of apoptosis. F1000Res. 6, 43 (2017).
  22. Hammill, A. K., Uhr, J. W., Scheuermann, R. H. Annexin V staining due to loss of membrane asymmetry can be reversible and precede commitment to apoptotic death. Exp Cell Res. , 16-21 (1999).
  23. Geske, F. J., Lieberman, R., Strange, R., Gerschenson, L. E. Early stages of p53-induced apoptosis are reversible. Cell Death Differ. 8, 182-191 (2001).
  24. Kenis, H., et al. Annexin A5 uptake in ischemic myocardium: demonstration of reversible phosphatidylserine externalization and feasibility of radionuclide imaging. J Nucl Med. 51, 259-267 (2010).
  25. Ichim, G., et al. Limited mitochondrial permeabilization causes DNA damage and genomic instability in the absence of cell death. Mol Cell. 57, 860-872 (2015).
  26. Gong, Y. N., et al. ESCRT-III Acts Downstream of MLKL to Regulate Necroptotic Cell Death and Its Consequences. Cell. 169, 286-300 (2017).
  27. Narula, J., Haider, N., Arbustini, E., Chandrashekhar, Y. Mechanisms of disease: apoptosis in heart failure–seeing hope in death. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 3, 681-688 (2006).
  28. Drakos, S. G., et al. Bridge to recovery: understanding the disconnect between clinical and biological outcomes. Circulation. 126, 230-241 (2012).
  29. McKechnie, N. M., Foulds, W. S. Recovery of the rabbit retina after light damage (preliminary observations). Albrecht Von Graefes Arch Klin Exp Ophthalmol. 212, 271-283 (1980).
  30. Milligan, S. C., Alb, J. G., Elagina, R. B., Bankaitis, V. A., Hyde, D. R. The phosphatidylinositol transfer protein domain of Drosophila retinal degeneration B protein is essential for photoreceptor cell survival and recovery from light stimulation. J Cell Biol. 139, 351-363 (1997).
  31. Gordon, W. C., Casey, D. M., Lukiw, W. J., Bazan, N. G. DNA damage and repair in light-induced photoreceptor degeneration. Invest Ophthalmol Vis Sci. 43, 3511-3521 (2002).
  32. Blennow, K., et al. Traumatic brain injuries. Nat Rev Dis Primers. 2, 16084 (2016).
  33. Castellsague, X., et al. Influence of mate drinking, hot beverages and diet on esophageal cancer risk in South America. Int J Cancer. 88, 658-664 (2000).
  34. Islami, F., et al. Tea drinking habits and oesophageal cancer in a high risk area in northern Iran: population based case-control study. BMJ. 338, b929 (2009).
  35. Loomis, D., et al. Carcinogenicity of drinking coffee, mate, and very hot beverages. Lancet Oncol. 17, 877-878 (2016).
  36. Boffetta, P., Hashibe, M. Alcohol and cancer. Lancet Oncol. 7, 149-156 (2006).
  37. McKillop, I. H., Schrum, L. W. Alcohol and liver cancer. Alcohol. 35, 195-203 (2005).
  38. Davis, A. J., Tannock, J. F. Repopulation of tumour cells between cycles of chemotherapy: a neglected factor. Lancet Oncol. 1, 86-93 (2000).
  39. Demedts, I. K., Vermaelen, K. Y., van Meerbeeck, J. P. Treatment of extensive-stage small cell lung carcinoma: current status and future prospects. Eur Respir J. 35, 202-215 (2010).
  40. Wagle, N., et al. Dissecting therapeutic resistance to RAF inhibition in melanoma by tumor genomic profiling. J Clin Oncol. 29, 3085-3096 (2011).
  41. Smith, R. E., et al. Acute myeloid leukemia and myelodysplastic syndrome after doxorubicin-cyclophosphamide adjuvant therapy for operable breast cancer: the National Surgical Adjuvant Breast and Bowel Project Experience. J Clin Oncol. 21, 1195-1204 (2003).
  42. Travis, L. B., et al. Second cancers among 40,576 testicular cancer patients: focus on long-term survivors. J Natl Cancer Inst. 97, 1354-1365 (2005).
  43. Chaturvedi, A. K., et al. Second cancers among 104,760 survivors of cervical cancer: evaluation of long-term risk. J Natl Cancer Inst. 99, 1634-1643 (2007).
  44. Moteabbed, M., Yock, T. I., Paganetti, H. The risk of radiation-induced second cancers in the high to medium dose region: a comparison between passive and scanned proton therapy, IMRT and VMAT for pediatric patients with brain tumors. Phys Med Biol. 59, 2883-2899 (2014).
  45. Painter, R. C., et al. Transgenerational effects of prenatal exposure to the Dutch famine on neonatal adiposity and health in later life. BJOG. 115, 1243-1249 (2008).
  46. Ding, A. X., et al. CasExpress reveals widespread and diverse patterns of cell survival of caspase-3 activation during development in vivo. Elife. 5, (2016).
  47. Takemoto, K., et al. Local initiation of caspase activation in Drosophila salivary gland programmed cell death in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 104, 13367-13372 (2007).
  48. Bardet, P. L., et al. A fluorescent reporter of caspase activity for live imaging. Proc Natl Acad Sci U S A. 105, 13901-13905 (2008).
  49. Nicholls, S. B., Chu, J., Abbruzzese, G., Tremblay, K. D., Hardy, J. A. Mechanism of a genetically encoded dark-to-bright reporter for caspase activity. J Biol Chem. 286, 24977-24986 (2011).
  50. Golbs, A., Nimmervoll, B., Sun, J. J., Sava, I. E., Luhmann, H. J. Control of programmed cell death by distinct electrical activity patterns. Cereb Cortex. 21, 1192-1202 (2011).
  51. Zhang, J., et al. Visualization of caspase-3-like activity in cells using a genetically encoded fluorescent biosensor activated by protein cleavage. Nat Commun. 4, 2157 (2013).
  52. To, T. L., et al. Rationally designed fluorogenic protease reporter visualizes spatiotemporal dynamics of apoptosis in vivo. Proc Natl Acad Sci U S A. 112, 3338-3343 (2015).
  53. Evans, C. J., et al. G-TRACE: rapid Gal4-based cell lineage analysis in Drosophila. Nat Methods. 6, 603-605 (2009).
  54. Chyb, S., Gompel, N. . Atlas of Drosophila morphology : wild-type and classical mutants. xviii, 224 (2013).
  55. Drobnis, E. Z., et al. Cold shock damage is due to lipid phase transitions in cell membranes: a demonstration using sperm as a model. J Exp Zool. 265, 432-437 (1993).
  56. Quinn, P. J. A lipid-phase separation model of low-temperature damage to biological membranes. Cryobiology. 22, 128-146 (1985).
  57. Drummond-Barbosa, D., Spradling, A. C. Stem cells and their progeny respond to nutritional changes during Drosophila oogenesis. Dev Biol. 231, 265-278 (2001).
  58. Pritchett, T. L., Tanner, E. A., McCall, K. Cracking open cell death in the Drosophila ovary. Apoptosis. 14, 969-979 (2009).
  59. Jenkins, V. K., Timmons, A. K., McCall, K. Diversity of cell death pathways: insight from the fly ovary. Trends Cell Biol. 23, 567-574 (2013).
  60. McPhee, C. K., Baehrecke, E. H. Autophagy in Drosophila melanogaster. Biochim Biophys Acta. 1793, 1452-1460 (2009).
  61. Barth, J. M., Szabad, J., Hafen, E., Kohler, K. Autophagy in Drosophila ovaries is induced by starvation and is required for oogenesis. Cell Death Differ. 18, 915-924 (2011).
  62. Wong, L. C., Schedl, P. Dissection of Drosophila ovaries. J Vis Exp. (52), (2006).
  63. Sarkissian, T., Timmons, A., Arya, R., Abdelwahid, E., White, K. Detecting apoptosis in Drosophila tissues and cells. Methods. 68, 89-96 (2014).
  64. Tang, H. L., Tang, H. M., Fung, M. C., Hardwick, J. M. In Vivo Biosensor Tracks Non-apoptotic Caspase Activity in Drosophila. J Vis Exp. , (2016).
  65. Gossen, M., et al. Transcriptional activation by tetracyclines in mammalian cells. Science. 268, 1766-1769 (1995).
  66. Yamanashi, Y., et al. The yes-related cellular gene lyn encodes a possible tyrosine kinase similar to p56lck. Mol Cell Biol. 7, 237-243 (1987).
  67. Inoue, T., Heo, W. D., Grimley, J. S., Wandless, T. J., Meyer, T. An inducible translocation strategy to rapidly activate and inhibit small GTPase signaling pathways. Nat Methods. 2, 415-418 (2005).
  68. Fukuda, M., Gotoh, I., Gotoh, Y., Nishida, E. Cytoplasmic localization of mitogen-activated protein kinase kinase directed by its NH2-terminal, leucine-rich short amino acid sequence, which acts as a nuclear export signal. J Biol Chem. 271, 20024-20028 (1996).
  69. Feil, R., Wagner, J., Metzger, D., Chambon, P. Regulation of Cre recombinase activity by mutated estrogen receptor ligand-binding domains. Biochem Biophys Res Commun. 237, 752-757 (1997).
  70. Lazebnik, Y. A., Kaufmann, S. H., Desnoyers, S., Poirier, G. G., Earnshaw, W. C. Cleavage of poly(ADP-ribose) polymerase by a proteinase with properties like ICE. Nature. 371, 346-347 (1994).
  71. Mansuy, I. M., et al. Inducible and reversible gene expression with the rtTA system for the study of memory. Neuron. 21, 257-265 (1998).
  72. Bier, E. Drosophila, the golden bug, emerges as a tool for human genetics. Nat Rev Genet. 6, 9-23 (2005).
  73. Gonzalez, C. Drosophila melanogaster: a model and a tool to investigate malignancy and identify new therapeutics. Nat Rev Cancer. 13, 172-183 (2013).
  74. Yamamoto, S., et al. A drosophila genetic resource of mutants to study mechanisms underlying human genetic diseases. Cell. 159, 200-214 (2014).
  75. Wangler, M. F., Hu, Y., Shulman, J. M. Drosophila and genome-wide association studies: a review and resource for the functional dissection of human complex traits. Dis Model Mech. 10, 77-88 (2017).
  76. Ditzel, M., et al. Degradation of DIAP1 by the N-end rule pathway is essential for regulating apoptosis. Nat Cell Biol. 5, 467-473 (2003).
  77. Li, X., Wang, J., Shi, Y. Structural mechanisms of DIAP1 auto-inhibition and DIAP1-mediated inhibition of drICE. Nat Commun. 2, 408 (2011).
  78. Yi, S. X., Moore, C. W., Lee, R. E. Rapid cold-hardening protects Drosophila melanogaster from cold-induced apoptosis. Apoptosis. 12, 1183-1193 (2007).
  79. Jonas, E. A., et al. Proapoptotic N-truncated BCL-xL protein activates endogenous mitochondrial channels in living synaptic terminals. Proc Natl Acad Sci U S A. 101, 13590-13595 (2004).
  80. Li, Z., et al. Caspase-3 activation via mitochondria is required for long-term depression and AMPA receptor internalization. Cell. 141, 859-871 (2010).
  81. Hyman, B. T., Yuan, J. Apoptotic and non-apoptotic roles of caspases in neuronal physiology and pathophysiology. Nat Rev Neurosci. 13, 395-406 (2012).
  82. Maor-Nof, M., Yaron, A. Neurite pruning and neuronal cell death: spatial regulation of shared destruction programs. Curr Opin Neurobiol. 23, 990-996 (2013).
  83. Yu, F., Schuldiner, O. Axon and dendrite pruning in Drosophila. Curr Opin Neurobiol. 27, 192-198 (2014).
  84. Neukomm, L. J., Freeman, M. R. Diverse cellular and molecular modes of axon degeneration. Trends Cell Biol. 24, 515-523 (2014).
  85. Oberst, A., et al. Catalytic activity of the caspase-8-FLIP(L) complex inhibits RIPK3-dependent necrosis. Nature. 471, 363-367 (2011).
  86. Kaiser, W. J., et al. RIP3 mediates the embryonic lethality of caspase-8-deficient mice. Nature. 471, 368-372 (2011).
  87. Arama, E., Agapite, J., Steller, H. Caspase activity and a specific cytochrome C are required for sperm differentiation in Drosophila. Dev Cell. 4, 687-697 (2003).
  88. Kaplan, Y., Gibbs-Bar, L., Kalifa, Y., Feinstein-Rotkopf, Y., Arama, E. Gradients of a ubiquitin E3 ligase inhibitor and a caspase inhibitor determine differentiation or death in spermatids. Dev Cell. 19, 160-173 (2010).
  89. Weaver, B. P., et al. CED-3 caspase acts with miRNAs to regulate non-apoptotic gene expression dynamics for robust development in C. elegans. Elife. 3, (2014).
  90. Fogarty, C. E., Bergmann, A. Killers creating new life: caspases drive apoptosis-induced proliferation in tissue repair and disease. Cell Death Differ. 24, 1390-1400 (2017).
  91. Weaver, B. P., Weaver, Y. M., Mitani, S., Han, M. Coupled Caspase and N-End Rule Ligase Activities Allow Recognition and Degradation of Pluripotency Factor LIN-28 during Non-Apoptotic Development. Dev Cell. 41, 665-673 (2017).
  92. Baum, J. S., Arama, E., Steller, H., McCall, K. The Drosophila caspases Strica and Dronc function redundantly in programmed cell death during oogenesis. Cell Death Differ. 14, 1508-1517 (2007).
  93. Duffy, J. B. GAL4 system in Drosophila: a fly geneticist’s Swiss army knife. Genesis. 34, 1-15 (2002).
  94. Fan, Y., Bergmann, A. The cleaved-Caspase-3 antibody is a marker of Caspase-9-like DRONC activity in Drosophila. Cell Death Differ. 17, 534-539 (2010).
  95. Codogno, P., Meijer, A. J. Autophagy and signaling: their role in cell survival and cell death. Cell Death Differ. 12 Suppl 2, 1509-1518 (2005).
  96. Tsapras, P., Nezis, I. P. Caspase involvement in autophagy. Cell Death Differ. 24, 1369-1379 (2017).
  97. Dunai, Z. A., et al. Staurosporine induces necroptotic cell death under caspase-compromised conditions in U937 cells. PLoS One. 7, e41945 (2012).
  98. Simenc, J., Lipnik-Stangelj, M. Staurosporine induces different cell death forms in cultured rat astrocytes. Radiol Oncol. 46, 312-320 (2012).
  99. Sun, G., et al. A molecular signature for anastasis, recovery from the brink of apoptotic cell death. J Cell Biol. , (2017).
  100. Milting, H., et al. Altered levels of mRNA of apoptosis-mediating genes after mid-term mechanical ventricular support in dilative cardiomyopathy–first results of the Halle Assist Induced Recovery Study (HAIR). Thorac Cardiovasc Surg. 47, 48-50 (1999).
  101. Haider, N., et al. Concurrent upregulation of endogenous proapoptotic and antiapoptotic factors in failing human hearts. Nat Clin Pract Cardiovasc Med. 6, 250-261 (2009).
  102. Strik, H., et al. BCL-2 family protein expression in initial and recurrent glioblastomas: modulation by radiochemotherapy. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 67, 763-768 (1999).

Tags

AnastasisCaspaseApoptosisCell DeathCaspaseTracker BiosensorProgrammed Cell DeathRtTACre LoxPDsRedLive Cell Microscopy
check_url/it/54107?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Tang, H. M., Fung, M. C., Tang, H. L. Detecting Anastasis In Vivo by CaspaseTracker Biosensor. J. Vis. Exp. (132), e54107, doi:10.3791/54107 (2018).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image