Summary

Farelerde Kalp Kapak Hastalıkları Kapsamlı Fenotipik Karakterizasyonu için ekokardiyografik Yaklaşımlar ve Protokoller

Published: February 14, 2017
doi:

Summary

This protocol provides a detailed description of the echocardiographic approach for comprehensive phenotyping of heart and heart valve function in mice.

Abstract

The aim of this manuscript and accompanying video is to provide an overview of the methods and approaches used for imaging heart valve function in rodents, with detailed descriptions of the appropriate methods for anesthesia, the echocardiographic windows used, the imaging planes and probe orientations for image acquisition, the methods for data analysis, and the limitations of emerging technologies for the evaluation of cardiac and valvular function. Importantly, we also highlight several future areas of research in cardiac and heart valve imaging that may be leveraged to gain insights into the pathogenesis of valve disease in preclinical animal models. We propose that using a systematic approach to evaluating cardiac and heart valve function in mice can result in more robust and reproducible data, as well as facilitate the discovery of previously underappreciated phenotypes in genetically-altered and/or physiologically-stressed mice.

Introduction

Yaşlanma Kardiyovasküler kalsifikasyon 1 ilerici artış ile ilişkilidir. Hemodinamik olarak önemli aort darlığı 65 2 yaşın üzerindeki nüfusun% 3 etkiler ve hatta ılımlı aort darlığı (3-4 m / s pik hız) olan hastaların% 40'tan az bir 5 yıllık olaysız sağkalım 3.. Halen, orada aort kapak kalsifikasyonu ilerlemesini yavaşlatmak için etkili tedaviler ve cerrahi aort kapak replasmanı ileri aort darlığı 4 için kullanılabilir tedavidir.

Başlatılması ve aort kapak kalsifikasyonu ilerlemesine katkıda mekanizmaların daha derin bir anlayış kazanıyor amaçlayan çalışmalar aort kapak darlığı 5, 6 yönetmek için farmakolojik ve cerrahi olmayan yöntemlerle doğru hareket önemli bir ilk adımdır. Genetikly-değiştirilmiş fareler çeşitli hastalıklara katkıda bulunmak ve şimdi aort darlığı 6, 7, 8 biyolojisi anlamaya yönelik mekanik çalışmalar ön plana geliyor mekanizmaların anlayışımızı geliştirilmesinde önemli bir rol oynamıştır. Gibi diğer kardiyovasküler hastalıklar aksine ateroskleroz ve kalp yetmezliği-damar ve ventrikül fonksiyonunu değerlendirmek için standart protokoller köklü-orada farelerde kalp kapak fonksiyonunun in vivo feno ilişkilendirilmiş benzersiz zorluklar çoğunlukla vardır. Son yorumları sayıda görüntüleme ve kemirgenler 9, 10, 11 valf fonksiyonunu değerlendirmek için kullanılan invaziv modalitelere avantajları ve dezavantajları konusunda kapsamlı tartışmalar sağlanan olsa da, bugüne kadar, biz bir COMPRE sağlayan bir yayının farkında değildirmlam, adım-adım farelerde fenotiplendirme kalp kapak fonksiyonu için protokol.

Bu yazının amacı, farelerde kalp kapak işlevi fenotipe yöntem ve protokolleri tanımlamaktır. Tüm yöntemler ve prosedürler Mayo Kliniği Kurumsal Hayvan Bakım ve Kullanım Kurulu tarafından onaylanmıştır. Bu protokolün temel bileşenleri anestezi derinliği, kalp fonksiyonunun değerlendirilmesi ve kalp kapak fonksiyonlarının değerlendirilmesini içerir. Biz bu raporun sadece kalp kapak hastalığı alanında araştırma peşinde ilgilenen araştırmacılar rehberlik hizmet etmeyecek, aynı zamanda bu hızla büyüyen alandaki veri tekrarlanabilirlik ve geçerliliğini sağlamak için protokol standardizasyon ile ilgili ulusal ve uluslararası diyalog başlatmak umuyoruz. Önemli olan, yüksek çözünürlüklü ultrason sistemlerini kullanarak başarılı görüntüleme (yaygın sonografi kullanılan ve terminoloji) sonografi ilkelerinin bir çalışma bilgi, temel Princip bir anlayış gerektirirkalp fizyolojisi ve sonografi ile önemli bir deneyime les kemirgenlerde kardiyak fonksiyonların doğru ve zaman verimli değerlendirilmesi için izin vermek.

Protocol

1. Malzemeler ve Ekipmanları (Tablo 1 ve Şekil 1) hazırlayın ultrason Makineyi açın. hayvan kimliği, tarihi ve saati (seri görüntüleme deneyleri için) ve diğer ilgili bilgileri girin. Bir yüksek frekanslı ultrason transdüktörü, ~ 20 g ya da 20 g ~ daha büyük fareler için 30 MHz daha az görüntüleme fareler için 40 MHz kullanın. elektrokardiyogram platformu bağlayın (EKG) bazı yöntemleri için görüntüleme EKG yolluk izlemek. Not: Kritik olarak, bu aynı…

Representative Results

rutin hayvan kalp ultrason görüntülemede elde edilen görüntü örnekleri Bu yazıda yer almaktadır. Hayvanın göğüs dönüştürücü yerleştirme bir illüstrasyon okuyucu dönüştürücü açıklandığı gibi görüntüler elde etmek için konumlandırılmış nerede net bir anlayış vermek için sağlanmıştır. ultrason laboratuvar set-up bir fotoğraf da uygun ekipman, özellikle kullanılacak ultrason dönüştürücü ve anestezi yönteminin önemini vurgulamak dahild…

Discussion

Anestezi indüksiyonu

Uygun indüksiyon ve anestezi bakım farelerde kalp kapak değişikliklerin doğru değerlendirilmesi ve kalp fonksiyonu için kritik öneme sahiptir. izofluran ve derin anestezi sonrası bu anestezik nispeten uzun wash-out zaman ortaya anestezi hızlı indüksiyon göz önüne alındığında, indüksiyon tek başına anestezi odasına kullanmayın. yukarıda detaylı olarak belirtildiği gibi yerine, hayvanlar anestezi nispeten düşük konsantrasyonlard…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by NIH grants HL111121 (JDM) and TR000954 (JDM).

Materials

High resolution ultrasound machine VisualSonics, Fujifilm Vevo 2100 
Isoflurane diffuser (capable of delivering 1 % to 1.5 % isoflurane mixed with 1 L/min 100% O2 VisualSonics, Fujifilm N/A
Transducers for small mice (550D) or larger mice (400) MicroScan, VisualSonics, Fujifilm MS 550D, MS 400
Animal platform VisualSonics, Fujifilm 11503
Advanced physiological monitoring unit VisualSonics, Fujifilm N/A
Isoflurane Terrell NDC 66794-019-10
Nose cone and tubing connected to isoflurane diffuser and 100% O2 Custom Engineered in-house
Hair razor Andis Super AGR+ vet pack clipper AD65340
Ultrasound gel Parker Laboratories REF 01-08
Electrode gel  Parker Laboratories REF 15-25
Adhesive tapes Fisher Laboratories 1590120B
Paper towels

Riferimenti

  1. Ngo, D. T., et al. Determinants of occurrence of aortic sclerosis in an aging population. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 919-927 (2009).
  2. Nkomo, V. T. Epidemiology and prevention of valvular heart diseases and infective endocarditis in Africa. Heart. 93, 1510-1519 (2007).
  3. Amato, M. C., Moffa, P. J., Werner, K. E., Ramires, J. A. Treatment decision in asymptomatic aortic valve stenosis: role of exercise testing. Heart. 86, 381-386 (2001).
  4. Bonow, R. O., et al. Focused update incorporated into the ACC/AHA 2006 guidelines for the management of patients with valvular heart disease: a report of the American College of Cardiology/American Heart Association Task Force on Practice Guidelines (Writing Committee to Revise the 1998 Guidelines for the Management of Patients With Valvular Heart Disease): endorsed by the Society of Cardiovascular Anesthesiologists, Society for Cardiovascular Angiography and Interventions, and Society of Thoracic Surgeons. Circulation. 118, e523-e661 (2008).
  5. Yutzey, K. E., et al. Calcific aortic valve disease: a consensus summary from the Alliance of Investigators on Calcific Aortic Valve Disease. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 34, 2387-2393 (2014).
  6. Rajamannan, N. M. Calcific aortic valve disease: cellular origins of valve calcification. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 31, 2777-2778 (2011).
  7. Weiss, R. M., Miller, J. D., Heistad, D. D. Fibrocalcific aortic valve disease: opportunity to understand disease mechanisms using mouse models. Circ Res. 113, 209-222 (2013).
  8. Sider, K. L., Blaser, M. C., Simmons, C. A. Animal models of calcific aortic valve disease. Int J Inflam. 2011, 364310 (2011).
  9. Miller, J. D., Weiss, R. M., Heistad, D. D. Calcific aortic valve stenosis: methods, models, and mechanisms. Circ Res. 108, 1392-1412 (2011).
  10. Ram, R., Mickelsen, D. M., Theodoropoulos, C., Blaxall, B. C. New approaches in small animal echocardiography: imaging the sounds of silence. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 301, H1765-H1780 (2011).
  11. Moran, A. M., Keane, J. F., Colan, S. D. Influence of pressure and volume load on growth of aortic annulus and left ventricle in patients with critical aortic stenosis. J Am Coll Cardiol. 37, 471a (2001).
  12. Thibault, H. B., et al. Noninvasive assessment of murine pulmonary arterial pressure: validation and application to models of pulmonary hypertension. Circ Cardiovasc Imaging. 3, 157-163 (2010).
  13. Baumgartner, H., et al. Echocardiographic assessment of valve stenosis: EAE/ASE recommendations for clinical practice. J Am Soc Echocardiogr. 22, 1-23 (2009).
  14. Lang, R. M., et al. Recommendations for cardiac chamber quantification by echocardiography in adults: an update from the American Society of Echocardiography and the European Association of Cardiovascular Imaging. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 16, 233-270 (2015).
  15. Devereux, R. B., Reichek, N. Echocardiographic determination of left ventricular mass in man. Anatomic validation of the method. Circulation. 55, 613-618 (1977).
  16. Ommen, S. R., et al. Clinical utility of Doppler echocardiography and tissue Doppler imaging in the estimation of left ventricular filling pressures: A comparative simultaneous Doppler-catheterization study. Circulation. 102, 1788-1794 (2000).
  17. Tei, C., et al. New index of combined systolic and diastolic myocardial performance: a simple and reproducible measure of cardiac function–a study in normals and dilated cardiomyopathy. J Cardiol. 26, 357-366 (1995).
  18. Koshizuka, R., et al. Longitudinal strain impairment as a marker of the progression of heart failure with preserved ejection fraction in a rat model. J Am Soc Echocardiogr. 26, 316-323 (2013).
  19. Ishizu, T., et al. Left ventricular strain and transmural distribution of structural remodeling in hypertensive heart disease. Hypertension. 63, 500-506 (2014).
  20. Yamada, S., et al. Induced pluripotent stem cell intervention rescues ventricular wall motion disparity, achieving biological cardiac resynchronization post-infarction. J Physiol. 591, 4335-4349 (2013).
  21. Andrews, T. G., Lindsey, M. L., Lange, R. A., Aune, G. J. Cardiac Assessment in Pediatric Mice: Strain Analysis as a Diagnostic Measurement. Echocardiography. 31, 375-384 (2014).
  22. Ferferieva, V., et al. Assessment of strain and strain rate by two-dimensional speckle tracking in mice: comparison with tissue Doppler echocardiography and conductance catheter measurements. Eur Heart J Cardiovasc Imaging. 14, 765-773 (2013).
  23. Fine, N. M., et al. Left and right ventricular strain and strain rate measurement in normal adults using velocity vector imaging: an assessment of reference values and intersystem agreement. Int J Cardiovasc Imaging. 29, 571-580 (2013).
  24. Pernot, M., Fujikura, K., Fung-Kee-Fung, S. D., Konofagou, E. E. ECG-gated, mechanical and electromechanical wave imaging of cardiovascular tissues in vivo. Ultrasound Med Biol. 33, 1075-1085 (2007).
  25. Liu, J. H., Jeng, G. S., Wu, T. K., Li, P. C. ECG triggering and gating for ultrasonic small animal imaging. IEEE Trans Ultrason Ferroelectr Freq Control. 53, 1590-1596 (2006).
  26. Monin, J. L., et al. Low-gradient aortic stenosis: operative risk stratification and predictors for long-term outcome: a multicenter study using dobutamine stress hemodynamics. Circulation. , 319-324 (2003).
check_url/it/54110?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Casaclang-Verzosa, G., Enriquez-Sarano, M., Villaraga, H. R., Miller, J. D. Echocardiographic Approaches and Protocols for Comprehensive Phenotypic Characterization of Valvular Heart Disease in Mice. J. Vis. Exp. (120), e54110, doi:10.3791/54110 (2017).

View Video