Summary

Meting van overlevingstijd bij<em> Brachionus</em> Raderdiertjes: Synchronisatie van Maternal Voorwaarden

Published: July 22, 2016
doi:

Summary

Rotifers are microscopic zooplankton used as models in ecotoxicological and aging studies. Here we provide a protocol for powerful and reproducible measurement of survival time in Brachionus rotifers. Synchronization of culture conditions over several generations is of particular importance because maternal condition affects life history of offspring.

Abstract

Rotifers are microscopic cosmopolitan zooplankton used as models in ecotoxicological and aging studies due to their several advantages such as short lifespan, ease of culture, and parthenogenesis that enables clonal culture. However, caution is required when measuring their survival time as it is affected by maternal age and maternal feeding conditions. Here we provide a protocol for powerful and reproducible measurement of the survival time in Brachionus rotifers following a careful synchronization of culture conditions over several generations. Empirically, poor synchronization results in early mortality and a gradual decrease in survival rate, thus resulting in weak statistical power. Indeed, under such conditions, calorie restriction (CR) failed to significantly extend the lifespan of B. plicatilis although CR-induced longevity has been demonstrated with well-synchronized rotifer samples in past and present studies. This protocol is probably useful for other invertebrate models, including the fruitfly Drosophila melanogaster and the nematode Caenorhabditis elegans, because maternal age effects have also been reported in these species.

Introduction

Raderdiertjes zijn microscopisch kleine kosmopolitische zoöplankton (<1 mm) die de stam Rotifera 1 vormen. Ze hebben een eenvoudige bouwplan bestaat uit ongeveer 1000 somatische cellen en een karakteristieke wielvormige ciliaire inrichting genoemd corona, die wordt gebruikt voor vervoer en voeding. De meeste raderdiertjes behoren tot klassen monogononta of bdelloidea, die ongeveer 1.600 en 500 soorten, respectievelijk 2 bevatten. Monogononta raderdiertjes hebben over het algemeen zowel geslachtelijke en ongeslachtelijke voortplanting fasen (cyclische parthenogenese), terwijl bdelloid raderdiertjes reproduceren door verplichte parthenogenese 3. Het is dus mogelijk om genetisch identieke rotifeer individuen, die een hoge reproduceerbaarheid zorg draagt ​​voor experimenten te verkrijgen. Bovendien hebben ze een aantal andere voordelen modelorganismen, zoals een korte levensduur, gemakkelijk cultuur, beschikbaarheid van genomische en transcriptoom sequentiegegevens 4-7, en een unieke fylogenetische positie op afstand van eenrthropods en nematoden 8. Raderdiertjes zijn dus veelbelovend ongewervelde modellen in ecologische, toxicologische en veroudering studies 9-12.

Het voortbestaan ​​tijd onder blootstelling aan omgevingsfactoren stress of chemicaliën is een vaak gemeten parameter in deze onderzoeksgebieden 13-19. Toch is voorzichtigheid geboden bij het meten van de overlevingstijd van raderdiertjes, want het is gevoelig voor milieu-omstandigheden van hun moeders. Namelijk, in de monogononta raderdiertje Brachionus manjavacas, vrouwelijke nakomelingen van de leeftijd van de moeders hebben een kortere levensduur dan die van de jonge moeders; echter maternale calorie restrictie (CR) gedeeltelijk compenseert de nadelige effecten van maternale leeftijd 20. In B. plicatilis, moeder CR biedt nakomelingen levensduur, lange overlevingstijd onder honger, en een hoge oxidatieve stress weerstand geassocieerd met een verhoogde expressie van antioxidant enzymen 21,22. De leeftijd van de moeder effectis ook waargenomen in bdelloid raderdiertjes 23. Daarom moeten de voorwaarden van experimentele raderdiertjes zorgvuldig gesynchroniseerd over verschillende generaties voor metingen van overlevingstijd.

Hier bieden we een protocol voor het meten van overlevingstijd bij Brachionus raderdiertjes na synchronisatie van kweekomstandigheden over meerdere generaties. Intermitterende vasten (IF), een variant van CR waarbij raderdiertjes periodiek worden toegevoerd, werd toegepast om het effect van synchronisatie onthullen door de bekende effecten van IF op levensduur 22,24.

Protocol

1. Voorbereiding van de Media Opmerking: Gebruik half-verdund Brujewicz kunstmatig zeewater van het zoutgehalte 16,5 ppt (PSU). Andere kunstmatige zeewater wordt ook vaak gebruikt om de cultuur Brachionus raderdiertjes 25,26. Voeg 454 mM NaCl, 26 mM MgCl2, 27 mM MgSO4, 10 mM KCl en 10 mM CaCl 2-4,5 L gedestilleerd water (uiteindelijk volume 5 L zijn). U kunt ook gebruik maken van gedemineraliseerd water verdunnen in plaats van g…

Representative Results

Figuur 1 toont vertegenwoordiger survival curves van slecht gesynchroniseerde bevolking (van twee herhalingen). In dit experiment, raderdiertjes waren ofwel dagelijks gevoed [ad libitum (AL) groep] of om de dag (IF groep). De mediane overleving was 13 en 18 dagen in de AL en IF groepen, respectievelijk. Hoewel het bekend is dat IF verlengt de levensduur van de rotifer dit experiment niet een statistisch significant verschil tussen de levensduur van de AL e…

Discussion

Het huidige protocol beschrijft een werkwijze voor het meten van de overlevingstijd bij raderdiertjes Brachionus. De kritische stap is de synchronisatie van rotifer voorwaarden over meerdere generaties. Wanneer experimentele raderdiertjes goed worden gesynchroniseerd, is een typisch type I survival curve waargenomen met zeer weinig vroege mortaliteit zoals gerapporteerd in een aantal eerdere studies 18,24,37,38. Standaarddeviatie van hun overlevingstijd dus kleiner geworden in vergelijking met slecht…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We zijn dankbaar voor George Jarvis, Martha Bock, en Bette Hecox-Lea, Marine Biological Laboratory, voor hun hulp bij het filmen.

Materials

Sodium chloride Wako 190-13921
Magnesium chloride Wako 136-03995
Magnesium sulfate Wako 131-00427
Potassium chloride Wako 168-22111
Calcium chloride Wako 035-00455
Sodium bicarbonate Wako 199-05985
Sodium bromide Wako 190-01515
Membrane filter (0.45 µm pore size) Millipore HAWP04700
Culture plate, 6-well, non-treated Thomas Scientific 6902D01 Flat bottom
Culture plate, 48-well, non-treated Thomas Scientific 6902D07 Flat bottom
Tetraselmis, Living Carolina Biological Supply Company 152610
PRISM 6 GraphPad Software Version 6.0d

Riferimenti

  1. Wallace, R. L., Snell, T. W., Ricci, C., Nogrady, T. . Rotifera Vol.1: Biology, ecology and systematics. , (2006).
  2. Segers, H. . Annotated checklist of the rotifers (Phylum Rotifera), with notes on nomenclature, taxonomy and distribution. , (2007).
  3. Mark Welch, D. B., Meselson, M. Evidence for the evolution of bdelloid rotifers without sexual reproduction or genetic exchange. Science. 288 (5469), 1211-1215 (2000).
  4. Suga, K., Mark Welch, D., Tanaka, Y., Sakakura, Y., Hagiwara, A. Analysis of expressed sequence tags of the cyclically parthenogenetic rotifer Brachionus plicatilis. PLoS ONE. 2, e671 (2007).
  5. Denekamp, N. Y., et al. Discovering genes associated with dormancy in the monogonont rotifer Brachionus plicatilis. BMC Genomics. 10, 108 (2009).
  6. Lee, J. -. S., et al. Sequence analysis of genomic DNA (680 Mb) by GS-FLX-Titanium sequencer in the monogonont rotifer, Brachionus ibericus. Hydrobiologia. 662 (1), 65-75 (2010).
  7. Flot, J. -. F., et al. Genomic evidence for ameiotic evolution in the bdelloid rotifer Adineta vaga. Nature. 500 (7463), 453-457 (2013).
  8. Dunn, C. W., et al. Broad phylogenomic sampling improves resolution of the animal tree of life. Nature. 452 (7188), 745-749 (2008).
  9. Yoshinaga, T., Kaneko, G., Kinoshita, S., Tsukamoto, K., Watabe, S. The molecular mechanisms of life history alterations in a rotifer: a novel approach in population dynamics. Comp. Biochem. Physiol. B Biochem. Mol. Biol. 136 (4), 715-722 (2003).
  10. Dahms, H. -. U., Hagiwara, A., Lee, J. -. S. Ecotoxicology, ecophysiology, and mechanistic studies with rotifers. Aquat. Toxicol. 101 (1), 1-12 (2011).
  11. Snell, T. W. Rotifers as models for the biology of aging. Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 84-95 (2014).
  12. Snell, T. W., Johnston, R. K., Gribble, K. E., Mark Welch, D. B. Rotifers as experimental tools for investigating aging. Invertebr. Reprod. Dev. 59, 5-10 (2015).
  13. Kaneko, G., et al. Molecular characterization of Mn-superoxide dismutase and gene expression studies in dietary restricted Brachionus plicatilis rotifers. Hydrobiologia. 546, 117-123 (2005).
  14. Yoshinaga, T., et al. Insulin-like growth factor signaling pathway involved in regulating longevity of rotifers. Hydrobiologia. 546, 347-352 (2005).
  15. Ozaki, Y., Kaneko, G., Yanagawa, Y., Watabe, S. Calorie restriction in the rotifer Brachionus plicatilis enhances hypoxia tolerance in association with the increased mRNA levels of glycolytic enzymes. Hydrobiologia. 649 (1), 267-277 (2010).
  16. Kailasam, M., et al. Effects of calorie restriction on the expression of manganese superoxide dismutase and catalase under oxidative stress conditions in the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 77 (3), 403-409 (2011).
  17. Garcìa-Garcìa, G., Sarma, S., Núñez-Orti, A. R., Nandini, S. Effects of the mixture of two endocrine disruptors (ethinylestradiol and levonorgestrel) on selected ecological endpoints of Anuraeopsis fissa and Brachionus calyciflorus (Rotifera). Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 166-172 (2014).
  18. Yang, J., Mu, Y., Dong, S., Jiang, Q., Yang, J. Changes in the expression of four heat shock proteins during the aging process in Brachionus calyciflorus (rotifera). Cell Stress Chaperones. 19 (1), 33-52 (2014).
  19. Han, J., et al. Sublethal gamma irradiation affects reproductive impairment and elevates antioxidant enzyme and DNA repair activities in the monogonont rotifer Brachionus koreanus. Aquat. Toxicol. 155, 101-109 (2014).
  20. Gribble, K. E., Jarvis, G., Bock, M., Mark Welch, D. B. Maternal caloric restriction partially rescues the deleterious effects of advanced maternal age on offspring. Aging Cell. 13 (4), 623-630 (2014).
  21. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of periodical starvation on the survival of offspring in the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 67 (2), 373-374 (2001).
  22. Kaneko, G., et al. Calorie restriction-induced maternal longevity is transmitted to their daughters in a rotifer. Funct. Ecol. 25 (1), 209-216 (2011).
  23. Lansing, A. I. A transmissible, cumulative, and reversible factor in aging. J. Gerontol. 2 (3), 228-239 (1947).
  24. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of periodical starvation on the life history of Brachionus plicatilis O. F. Müller (Rotifera): a possible strategy for population stability. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 253 (2), 253-260 (2000).
  25. Gribble, K. E., Kaido, O., Jarvis, G., Mark Welch, D. B. Patterns of intraspecific variability in the response to caloric restriction. Exp. Gerontol. 51, 28-37 (2014).
  26. Snell, T. W., Johnston, R. K. Glycerol extends lifespan of Brachionus manjavacas (Rotifera) and protects against stressors. Exp. Gerontol. 57, 47-56 (2014).
  27. Kim, H. -. J., Hagiwara, A. Effect of female aging on the morphology and hatchability of resting eggs in the rotifer Brachionus plicatilis Müller. Hydrobiologia. 662 (1), 107-111 (2011).
  28. Kim, H. -. J., et al. Light-dependent transcriptional events during resting egg hatching of the rotifer Brachionus manjavacas. Mar. Genomics. 20, 25-31 (2015).
  29. Gribble, K. E., Welch, D. B. M. Life-span extension by caloric restriction is determined by type and level of food reduction and by reproductive mode in Brachionus manjavacas (Rotifera). J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 68 (4), 349-358 (2013).
  30. Kaneko, G., Kinoshita, S., Yoshinaga, T., Tsukamoto, K., Watabe, S. Changes in expression patterns of stress protein genes during population growth of the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 68 (6), 1317-1323 (2002).
  31. Kim, H. J., Sawada, C., Hagiwara, A. Behavior and reproduction of the rotifer Brachionus plicatilis species complex under different light wavelengths and intensities. Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 151-156 (2014).
  32. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of conditioned media on the asexual reproduction of the monogonont rotifer Brachionus plicatilis O. F. Müller. Hydrobiologia. 412, 103-110 (1999).
  33. Ohmori, F., Kaneko, G., Saito, T., Watabe, S. A novel growth-promoting protein in the conditioned media from the rotifer Brachionus plicatilis at an early exponential growth phase. Hydrobiologia. 667 (1), 101-117 (2011).
  34. Collet, D. . Modelling Survival Data in Medical Research. , 151-193 (1993).
  35. Bouliotis, G., Billingham, L. Crossing survival curves: alternatives to the log-rank test. Trials. 12, A137 (2011).
  36. Yang, J., et al. Changes in expression of manganese superoxide dismutase, copper and zinc superoxide dismutase and catalase in Brachionus calyciflorus during the aging process. PloS ONE. 8 (2), e57186 (2013).
  37. Snell, T. W., Johnston, R. K., Rabeneck, B., Zipperer, C., Teat, S. Joint inhibition of TOR and JNK pathways interacts to extend the lifespan of Brachionus manjavacas (Rotifera). Exp. Gerontol. 52, 55-69 (2014).
  38. Klass, M. R. Aging in nematode Caenorhabditis-elegans – major biological and environmental-factors influencing life-span. Mech. Ageing Dev. 6 (6), 413-429 (1977).
  39. Priest, N. K., Mackowiak, B., Promislow, D. E. L. The role of parental age effects on the evolution of aging. Evolution. 56 (5), 927-935 (2002).
check_url/it/54126?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Kaneko, G., Yoshinaga, T., Gribble, K. E., Welch, D. M., Ushio, H. Measurement of Survival Time in Brachionus Rotifers: Synchronization of Maternal Conditions. J. Vis. Exp. (113), e54126, doi:10.3791/54126 (2016).

View Video