Summary

Måling av overlevelsestid i<em> Brachionus</em> Rotatorier: Synkronisering av mors betingelser

Published: July 22, 2016
doi:

Summary

Rotifers are microscopic zooplankton used as models in ecotoxicological and aging studies. Here we provide a protocol for powerful and reproducible measurement of survival time in Brachionus rotifers. Synchronization of culture conditions over several generations is of particular importance because maternal condition affects life history of offspring.

Abstract

Rotifers are microscopic cosmopolitan zooplankton used as models in ecotoxicological and aging studies due to their several advantages such as short lifespan, ease of culture, and parthenogenesis that enables clonal culture. However, caution is required when measuring their survival time as it is affected by maternal age and maternal feeding conditions. Here we provide a protocol for powerful and reproducible measurement of the survival time in Brachionus rotifers following a careful synchronization of culture conditions over several generations. Empirically, poor synchronization results in early mortality and a gradual decrease in survival rate, thus resulting in weak statistical power. Indeed, under such conditions, calorie restriction (CR) failed to significantly extend the lifespan of B. plicatilis although CR-induced longevity has been demonstrated with well-synchronized rotifer samples in past and present studies. This protocol is probably useful for other invertebrate models, including the fruitfly Drosophila melanogaster and the nematode Caenorhabditis elegans, because maternal age effects have also been reported in these species.

Introduction

Rotatorier er mikroskopiske kosmopolitisk zooplankton (<1 mm) som utgjør phylum Rotifera en. De har en enkel plan legeme sammensatt av ca. 1000 somatiske celler, så vel som en karakteristisk hjullignende stråleapparat kalt korona, som brukes for bevegelse og mating. De fleste rotatorier tilhøre klasser Monogononta eller Bdelloidea, som inneholder ca 1600 og 500 arter, henholdsvis 2. Monogonont rotatorier generelt har både seksuelle og aseksuelle reproduktive faser (syklisk parthenogenesis), mens bdelloid rotatorier reprodusere ved obligatorisk parthenogenesis tre. Det er således mulig å oppnå genetisk identiske rotatorier individer, noe som sikrer høy reproduserbarhet i eksperimenter. I tillegg har de en rekke andre fordeler som modellorganismer, som for eksempel et kort levetid, enkel kultur, tilgjengelighet av genomiske og transcriptomic sekvensdata 4-7, og en unik fylogenetiske posisjon fjernt fra enrthropods og nematoder 8. Rotatorier er derfor lovende virvelløse modeller i økologiske, toksikologiske og aldring studier 9-12.

Overlevelsestiden etter eksponering for miljøstress eller kjemikalier er en ofte målt parameter i disse forskningsfelt 13-19. Men en utvise forsiktighet når du måler overlevelsestiden av rotatorier fordi det er utsatt for miljøforhold av sine mødre. Nemlig i monogonont rotatorier Brachionus manjavacas, kvinnelig avkom fra alderen mødre har kortere levetid enn de fra unge mødre; Men mors kalori begrensning (CR) oppveier delvis de skadelige effektene av avansert mors alder 20. I B. plicatilis, gir maternal CR avkom lang, lang overlevelsestid etter sult, og høy oksidativt stress motstand assosiert med økt uttrykk av antioksidant enzymer 21,22. Den mors alder effekthar også blitt observert i bdelloid rotatorier 23. Derfor bør betingelsene for eksperimentelle rotatorier være nøye synkroniseres over flere generasjoner før målinger av overlevelsestiden.

Her gir vi en protokoll for måling av overlevelsestid i Brachionus rotatorier etter synkronisering med dyrkningsforhold over flere generasjoner. Intermitterende faste (IF), en variasjon av CR hvor rotatorier tilføres med jevne mellomrom, ble påført for å vise effekten av synkroniseringen på grunn av de kjente virkninger av IF om levealder 22,24.

Protocol

1. Utarbeidelse av Media Merk: Bruk halv utvannet Brujewicz kunstig sjøvann av saltholdighet 16,5 ppt (PSU). Andre kunstige havvann blir også ofte brukt til kultur Brachionus rotatorier 25,26. Legg 454 mM NaCl, 26 mM MgCl2, 27 mM MgSO4, 10 mM KCl og 10 mM CaCl 2 til 4,5 l destillert vann (sluttvolum vil være 5 L). Alternativt kan bruke deionisert fortynning vann i stedet for destillert vann. Legg CaCl 2 etter oppl?…

Representative Results

Figur 1 viser representative overlevelseskurver av dårlig synkronisert populasjoner (av to replikater). I dette eksperimentet, hjuldyr var enten matet hver dag [ad libitum (AL) gruppe] eller annenhver dag (IF gruppe). Median overlevelse var 13 og 18 dager i AL og hvis grupper, henholdsvis. Selv om det er velkjent at IF forlenger levetiden av rotatorier, dette eksperimentet ikke klarte å påvise en statistisk signifikant forskjell mellom lifespans av AL o…

Discussion

Den nåværende protokollen beskriver en fremgangsmåte for måling av overlevelsestiden i Brachionus rotatorier. Den kritiske trinnet er synkronisering av rotatorier forhold over flere generasjoner. Når eksperimentelle rotatorier er godt synkronisert, er en typisk type I overlevelseskurve observert med svært lite tidlig dødelighet som rapportert i flere tidligere studier 18,24,37,38. Standardavvik av deres overlevelse derfor blitt mindre i forhold til dårlig synkroniserte rotatorier, noe som res…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi er takknemlige for George Jarvis, Martha Bock, og Bette Hecox-Lea, Marine Biological Laboratory, for deres hjelp i filming.

Materials

Sodium chloride Wako 190-13921
Magnesium chloride Wako 136-03995
Magnesium sulfate Wako 131-00427
Potassium chloride Wako 168-22111
Calcium chloride Wako 035-00455
Sodium bicarbonate Wako 199-05985
Sodium bromide Wako 190-01515
Membrane filter (0.45 µm pore size) Millipore HAWP04700
Culture plate, 6-well, non-treated Thomas Scientific 6902D01 Flat bottom
Culture plate, 48-well, non-treated Thomas Scientific 6902D07 Flat bottom
Tetraselmis, Living Carolina Biological Supply Company 152610
PRISM 6 GraphPad Software Version 6.0d

Riferimenti

  1. Wallace, R. L., Snell, T. W., Ricci, C., Nogrady, T. . Rotifera Vol.1: Biology, ecology and systematics. , (2006).
  2. Segers, H. . Annotated checklist of the rotifers (Phylum Rotifera), with notes on nomenclature, taxonomy and distribution. , (2007).
  3. Mark Welch, D. B., Meselson, M. Evidence for the evolution of bdelloid rotifers without sexual reproduction or genetic exchange. Science. 288 (5469), 1211-1215 (2000).
  4. Suga, K., Mark Welch, D., Tanaka, Y., Sakakura, Y., Hagiwara, A. Analysis of expressed sequence tags of the cyclically parthenogenetic rotifer Brachionus plicatilis. PLoS ONE. 2, e671 (2007).
  5. Denekamp, N. Y., et al. Discovering genes associated with dormancy in the monogonont rotifer Brachionus plicatilis. BMC Genomics. 10, 108 (2009).
  6. Lee, J. -. S., et al. Sequence analysis of genomic DNA (680 Mb) by GS-FLX-Titanium sequencer in the monogonont rotifer, Brachionus ibericus. Hydrobiologia. 662 (1), 65-75 (2010).
  7. Flot, J. -. F., et al. Genomic evidence for ameiotic evolution in the bdelloid rotifer Adineta vaga. Nature. 500 (7463), 453-457 (2013).
  8. Dunn, C. W., et al. Broad phylogenomic sampling improves resolution of the animal tree of life. Nature. 452 (7188), 745-749 (2008).
  9. Yoshinaga, T., Kaneko, G., Kinoshita, S., Tsukamoto, K., Watabe, S. The molecular mechanisms of life history alterations in a rotifer: a novel approach in population dynamics. Comp. Biochem. Physiol. B Biochem. Mol. Biol. 136 (4), 715-722 (2003).
  10. Dahms, H. -. U., Hagiwara, A., Lee, J. -. S. Ecotoxicology, ecophysiology, and mechanistic studies with rotifers. Aquat. Toxicol. 101 (1), 1-12 (2011).
  11. Snell, T. W. Rotifers as models for the biology of aging. Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 84-95 (2014).
  12. Snell, T. W., Johnston, R. K., Gribble, K. E., Mark Welch, D. B. Rotifers as experimental tools for investigating aging. Invertebr. Reprod. Dev. 59, 5-10 (2015).
  13. Kaneko, G., et al. Molecular characterization of Mn-superoxide dismutase and gene expression studies in dietary restricted Brachionus plicatilis rotifers. Hydrobiologia. 546, 117-123 (2005).
  14. Yoshinaga, T., et al. Insulin-like growth factor signaling pathway involved in regulating longevity of rotifers. Hydrobiologia. 546, 347-352 (2005).
  15. Ozaki, Y., Kaneko, G., Yanagawa, Y., Watabe, S. Calorie restriction in the rotifer Brachionus plicatilis enhances hypoxia tolerance in association with the increased mRNA levels of glycolytic enzymes. Hydrobiologia. 649 (1), 267-277 (2010).
  16. Kailasam, M., et al. Effects of calorie restriction on the expression of manganese superoxide dismutase and catalase under oxidative stress conditions in the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 77 (3), 403-409 (2011).
  17. Garcìa-Garcìa, G., Sarma, S., Núñez-Orti, A. R., Nandini, S. Effects of the mixture of two endocrine disruptors (ethinylestradiol and levonorgestrel) on selected ecological endpoints of Anuraeopsis fissa and Brachionus calyciflorus (Rotifera). Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 166-172 (2014).
  18. Yang, J., Mu, Y., Dong, S., Jiang, Q., Yang, J. Changes in the expression of four heat shock proteins during the aging process in Brachionus calyciflorus (rotifera). Cell Stress Chaperones. 19 (1), 33-52 (2014).
  19. Han, J., et al. Sublethal gamma irradiation affects reproductive impairment and elevates antioxidant enzyme and DNA repair activities in the monogonont rotifer Brachionus koreanus. Aquat. Toxicol. 155, 101-109 (2014).
  20. Gribble, K. E., Jarvis, G., Bock, M., Mark Welch, D. B. Maternal caloric restriction partially rescues the deleterious effects of advanced maternal age on offspring. Aging Cell. 13 (4), 623-630 (2014).
  21. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of periodical starvation on the survival of offspring in the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 67 (2), 373-374 (2001).
  22. Kaneko, G., et al. Calorie restriction-induced maternal longevity is transmitted to their daughters in a rotifer. Funct. Ecol. 25 (1), 209-216 (2011).
  23. Lansing, A. I. A transmissible, cumulative, and reversible factor in aging. J. Gerontol. 2 (3), 228-239 (1947).
  24. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of periodical starvation on the life history of Brachionus plicatilis O. F. Müller (Rotifera): a possible strategy for population stability. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 253 (2), 253-260 (2000).
  25. Gribble, K. E., Kaido, O., Jarvis, G., Mark Welch, D. B. Patterns of intraspecific variability in the response to caloric restriction. Exp. Gerontol. 51, 28-37 (2014).
  26. Snell, T. W., Johnston, R. K. Glycerol extends lifespan of Brachionus manjavacas (Rotifera) and protects against stressors. Exp. Gerontol. 57, 47-56 (2014).
  27. Kim, H. -. J., Hagiwara, A. Effect of female aging on the morphology and hatchability of resting eggs in the rotifer Brachionus plicatilis Müller. Hydrobiologia. 662 (1), 107-111 (2011).
  28. Kim, H. -. J., et al. Light-dependent transcriptional events during resting egg hatching of the rotifer Brachionus manjavacas. Mar. Genomics. 20, 25-31 (2015).
  29. Gribble, K. E., Welch, D. B. M. Life-span extension by caloric restriction is determined by type and level of food reduction and by reproductive mode in Brachionus manjavacas (Rotifera). J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 68 (4), 349-358 (2013).
  30. Kaneko, G., Kinoshita, S., Yoshinaga, T., Tsukamoto, K., Watabe, S. Changes in expression patterns of stress protein genes during population growth of the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 68 (6), 1317-1323 (2002).
  31. Kim, H. J., Sawada, C., Hagiwara, A. Behavior and reproduction of the rotifer Brachionus plicatilis species complex under different light wavelengths and intensities. Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 151-156 (2014).
  32. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of conditioned media on the asexual reproduction of the monogonont rotifer Brachionus plicatilis O. F. Müller. Hydrobiologia. 412, 103-110 (1999).
  33. Ohmori, F., Kaneko, G., Saito, T., Watabe, S. A novel growth-promoting protein in the conditioned media from the rotifer Brachionus plicatilis at an early exponential growth phase. Hydrobiologia. 667 (1), 101-117 (2011).
  34. Collet, D. . Modelling Survival Data in Medical Research. , 151-193 (1993).
  35. Bouliotis, G., Billingham, L. Crossing survival curves: alternatives to the log-rank test. Trials. 12, A137 (2011).
  36. Yang, J., et al. Changes in expression of manganese superoxide dismutase, copper and zinc superoxide dismutase and catalase in Brachionus calyciflorus during the aging process. PloS ONE. 8 (2), e57186 (2013).
  37. Snell, T. W., Johnston, R. K., Rabeneck, B., Zipperer, C., Teat, S. Joint inhibition of TOR and JNK pathways interacts to extend the lifespan of Brachionus manjavacas (Rotifera). Exp. Gerontol. 52, 55-69 (2014).
  38. Klass, M. R. Aging in nematode Caenorhabditis-elegans – major biological and environmental-factors influencing life-span. Mech. Ageing Dev. 6 (6), 413-429 (1977).
  39. Priest, N. K., Mackowiak, B., Promislow, D. E. L. The role of parental age effects on the evolution of aging. Evolution. 56 (5), 927-935 (2002).
check_url/it/54126?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Kaneko, G., Yoshinaga, T., Gribble, K. E., Welch, D. M., Ushio, H. Measurement of Survival Time in Brachionus Rotifers: Synchronization of Maternal Conditions. J. Vis. Exp. (113), e54126, doi:10.3791/54126 (2016).

View Video