Summary

Determinación de la supervivencia en el tiempo<em> Brachionus</em> Los rotíferos: Sincronización de Condiciones maternas

Published: July 22, 2016
doi:

Summary

Rotifers are microscopic zooplankton used as models in ecotoxicological and aging studies. Here we provide a protocol for powerful and reproducible measurement of survival time in Brachionus rotifers. Synchronization of culture conditions over several generations is of particular importance because maternal condition affects life history of offspring.

Abstract

Rotifers are microscopic cosmopolitan zooplankton used as models in ecotoxicological and aging studies due to their several advantages such as short lifespan, ease of culture, and parthenogenesis that enables clonal culture. However, caution is required when measuring their survival time as it is affected by maternal age and maternal feeding conditions. Here we provide a protocol for powerful and reproducible measurement of the survival time in Brachionus rotifers following a careful synchronization of culture conditions over several generations. Empirically, poor synchronization results in early mortality and a gradual decrease in survival rate, thus resulting in weak statistical power. Indeed, under such conditions, calorie restriction (CR) failed to significantly extend the lifespan of B. plicatilis although CR-induced longevity has been demonstrated with well-synchronized rotifer samples in past and present studies. This protocol is probably useful for other invertebrate models, including the fruitfly Drosophila melanogaster and the nematode Caenorhabditis elegans, because maternal age effects have also been reported in these species.

Introduction

Los rotíferos son microscópicos zooplancton cosmopolita (<1 mm) que constituyen el filo rotíferos 1. Tienen un plan simple cuerpo compuesto de aproximadamente 1.000 células somáticas, así como un aparato ciliar rueda-como característica llamada la corona, que se utiliza para la locomoción y la alimentación. La mayoría de los rotíferos pertenecen a clases monogononta o Bdelloidea, que contienen alrededor de 1.600 y 500 especies, respectivamente 2. Rotíferos monogononta generalmente tienen dos fases de reproducción sexual y asexual (partenogénesis cíclica), mientras que los rotíferos bdelloid reproducen por partenogénesis obligatoria 3. Por tanto, es posible obtener individuos de rotíferos genéticamente idénticos, lo que garantiza una alta reproducibilidad en los experimentos. Además, tienen otras ventajas como organismos modelo, como una vida útil corta, la facilidad de la cultura, la disponibilidad de datos de la secuencia genómica y transcriptómica 4-7, y una posición filogenética única distante de unarthropods 8 y nematodos. Por lo tanto, los rotíferos son prometedores modelos de invertebrados en ecológicos, toxicológicos y estudios de envejecimiento 9-12.

El tiempo de supervivencia en virtud de la exposición al estrés ambiental o de productos químicos es un parámetro medido con frecuencia en estos campos de investigación 13-19. Sin embargo, es necesario tener precaución cuando se mide el tiempo de supervivencia de los rotíferos porque es susceptible a las condiciones ambientales de sus madres. A saber, en el monogononta Manjavacas rotíferos Brachionus, la descendencia femenina de madres mayores tienen una vida más corta que las de las madres jóvenes; Sin embargo, la restricción calórica materna (CR) compensa parcialmente los efectos deletéreos de avanzada edad materna 20. En B. plicatilis, CR materna proporciona la longevidad descendencia, el tiempo de supervivencia durante mucho tiempo bajo la inanición, y alta resistencia al estrés oxidativo asociado con una mayor expresión de enzimas antioxidantes 21,22. El efecto de la edad maternaTambién se ha observado en los rotíferos bdelloid 23. Por lo tanto, las condiciones de rotíferos experimentales deben ser sincronizados cuidadosamente durante varias generaciones antes de las mediciones de tiempo de supervivencia.

Aquí proporcionamos un protocolo para la medición del tiempo de supervivencia en rotíferos Brachionus siguiente sincronización de condiciones de cultivo durante varias generaciones. Ayuno intermitente (SI), una variación de CR, donde rotíferos se alimentan periódicamente, se aplicó a revelar el efecto de la sincronización debido a los efectos conocidos de SI sobre la longevidad 22,24.

Protocol

1. Preparación de Medios Nota: Use la mitad diluida Brujewicz agua de mar artificial de la salinidad de 16,5 partes por mil (PSU). Otros aguas marinas artificiales también se utilizan con frecuencia para cultivo de rotíferos Brachionus 25,26. Añadir NaCl 454 mM, 26 mM MgCl 2, 27 mM MgSO4, se mM KCl 10, y 10 mM CaCl 2 a 4,5 L de agua destilada (volumen final será de 5 L). Como alternativa, utilizar agua de dilución desioniz…

Representative Results

La Figura 1 muestra las curvas de supervivencia de las poblaciones representativas mal sincronizados (de un total de dos repeticiones). En este experimento, los rotíferos fueron alimentados todos los días, ya sea [ad libitum grupo (AL)] o cada dos días (si el grupo). La mediana de supervivencia fue de 13 y 18 días en el AL y si los grupos, respectivamente. Aunque es bien conocido que si se extiende la vida útil de la rotíferos, este experimento no pu…

Discussion

El protocolo actual describe un método para medir el tiempo de supervivencia en rotíferos Brachionus. El paso crítico es la sincronización de las condiciones de rotíferos lo largo de varias generaciones. Cuando rotíferos experimentales están bien sincronizados, una curva de supervivencia de tipo I típico se observa con muy poca mortalidad temprana como se informó en varios estudios anteriores 18,24,37,38. Las desviaciones estándar de su tiempo de supervivencia, por lo tanto se hacen más pe…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Estamos muy agradecidos a George Jarvis, Martha Bock, y Bette Hecox-Lea, Laboratorio de Biología Marina, por su ayuda en la filmación.

Materials

Sodium chloride Wako 190-13921
Magnesium chloride Wako 136-03995
Magnesium sulfate Wako 131-00427
Potassium chloride Wako 168-22111
Calcium chloride Wako 035-00455
Sodium bicarbonate Wako 199-05985
Sodium bromide Wako 190-01515
Membrane filter (0.45 µm pore size) Millipore HAWP04700
Culture plate, 6-well, non-treated Thomas Scientific 6902D01 Flat bottom
Culture plate, 48-well, non-treated Thomas Scientific 6902D07 Flat bottom
Tetraselmis, Living Carolina Biological Supply Company 152610
PRISM 6 GraphPad Software Version 6.0d

Riferimenti

  1. Wallace, R. L., Snell, T. W., Ricci, C., Nogrady, T. . Rotifera Vol.1: Biology, ecology and systematics. , (2006).
  2. Segers, H. . Annotated checklist of the rotifers (Phylum Rotifera), with notes on nomenclature, taxonomy and distribution. , (2007).
  3. Mark Welch, D. B., Meselson, M. Evidence for the evolution of bdelloid rotifers without sexual reproduction or genetic exchange. Science. 288 (5469), 1211-1215 (2000).
  4. Suga, K., Mark Welch, D., Tanaka, Y., Sakakura, Y., Hagiwara, A. Analysis of expressed sequence tags of the cyclically parthenogenetic rotifer Brachionus plicatilis. PLoS ONE. 2, e671 (2007).
  5. Denekamp, N. Y., et al. Discovering genes associated with dormancy in the monogonont rotifer Brachionus plicatilis. BMC Genomics. 10, 108 (2009).
  6. Lee, J. -. S., et al. Sequence analysis of genomic DNA (680 Mb) by GS-FLX-Titanium sequencer in the monogonont rotifer, Brachionus ibericus. Hydrobiologia. 662 (1), 65-75 (2010).
  7. Flot, J. -. F., et al. Genomic evidence for ameiotic evolution in the bdelloid rotifer Adineta vaga. Nature. 500 (7463), 453-457 (2013).
  8. Dunn, C. W., et al. Broad phylogenomic sampling improves resolution of the animal tree of life. Nature. 452 (7188), 745-749 (2008).
  9. Yoshinaga, T., Kaneko, G., Kinoshita, S., Tsukamoto, K., Watabe, S. The molecular mechanisms of life history alterations in a rotifer: a novel approach in population dynamics. Comp. Biochem. Physiol. B Biochem. Mol. Biol. 136 (4), 715-722 (2003).
  10. Dahms, H. -. U., Hagiwara, A., Lee, J. -. S. Ecotoxicology, ecophysiology, and mechanistic studies with rotifers. Aquat. Toxicol. 101 (1), 1-12 (2011).
  11. Snell, T. W. Rotifers as models for the biology of aging. Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 84-95 (2014).
  12. Snell, T. W., Johnston, R. K., Gribble, K. E., Mark Welch, D. B. Rotifers as experimental tools for investigating aging. Invertebr. Reprod. Dev. 59, 5-10 (2015).
  13. Kaneko, G., et al. Molecular characterization of Mn-superoxide dismutase and gene expression studies in dietary restricted Brachionus plicatilis rotifers. Hydrobiologia. 546, 117-123 (2005).
  14. Yoshinaga, T., et al. Insulin-like growth factor signaling pathway involved in regulating longevity of rotifers. Hydrobiologia. 546, 347-352 (2005).
  15. Ozaki, Y., Kaneko, G., Yanagawa, Y., Watabe, S. Calorie restriction in the rotifer Brachionus plicatilis enhances hypoxia tolerance in association with the increased mRNA levels of glycolytic enzymes. Hydrobiologia. 649 (1), 267-277 (2010).
  16. Kailasam, M., et al. Effects of calorie restriction on the expression of manganese superoxide dismutase and catalase under oxidative stress conditions in the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 77 (3), 403-409 (2011).
  17. Garcìa-Garcìa, G., Sarma, S., Núñez-Orti, A. R., Nandini, S. Effects of the mixture of two endocrine disruptors (ethinylestradiol and levonorgestrel) on selected ecological endpoints of Anuraeopsis fissa and Brachionus calyciflorus (Rotifera). Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 166-172 (2014).
  18. Yang, J., Mu, Y., Dong, S., Jiang, Q., Yang, J. Changes in the expression of four heat shock proteins during the aging process in Brachionus calyciflorus (rotifera). Cell Stress Chaperones. 19 (1), 33-52 (2014).
  19. Han, J., et al. Sublethal gamma irradiation affects reproductive impairment and elevates antioxidant enzyme and DNA repair activities in the monogonont rotifer Brachionus koreanus. Aquat. Toxicol. 155, 101-109 (2014).
  20. Gribble, K. E., Jarvis, G., Bock, M., Mark Welch, D. B. Maternal caloric restriction partially rescues the deleterious effects of advanced maternal age on offspring. Aging Cell. 13 (4), 623-630 (2014).
  21. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of periodical starvation on the survival of offspring in the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 67 (2), 373-374 (2001).
  22. Kaneko, G., et al. Calorie restriction-induced maternal longevity is transmitted to their daughters in a rotifer. Funct. Ecol. 25 (1), 209-216 (2011).
  23. Lansing, A. I. A transmissible, cumulative, and reversible factor in aging. J. Gerontol. 2 (3), 228-239 (1947).
  24. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of periodical starvation on the life history of Brachionus plicatilis O. F. Müller (Rotifera): a possible strategy for population stability. J. Exp. Mar. Biol. Ecol. 253 (2), 253-260 (2000).
  25. Gribble, K. E., Kaido, O., Jarvis, G., Mark Welch, D. B. Patterns of intraspecific variability in the response to caloric restriction. Exp. Gerontol. 51, 28-37 (2014).
  26. Snell, T. W., Johnston, R. K. Glycerol extends lifespan of Brachionus manjavacas (Rotifera) and protects against stressors. Exp. Gerontol. 57, 47-56 (2014).
  27. Kim, H. -. J., Hagiwara, A. Effect of female aging on the morphology and hatchability of resting eggs in the rotifer Brachionus plicatilis Müller. Hydrobiologia. 662 (1), 107-111 (2011).
  28. Kim, H. -. J., et al. Light-dependent transcriptional events during resting egg hatching of the rotifer Brachionus manjavacas. Mar. Genomics. 20, 25-31 (2015).
  29. Gribble, K. E., Welch, D. B. M. Life-span extension by caloric restriction is determined by type and level of food reduction and by reproductive mode in Brachionus manjavacas (Rotifera). J. Gerontol. A Biol. Sci. Med. Sci. 68 (4), 349-358 (2013).
  30. Kaneko, G., Kinoshita, S., Yoshinaga, T., Tsukamoto, K., Watabe, S. Changes in expression patterns of stress protein genes during population growth of the rotifer Brachionus plicatilis. Fish. Sci. 68 (6), 1317-1323 (2002).
  31. Kim, H. J., Sawada, C., Hagiwara, A. Behavior and reproduction of the rotifer Brachionus plicatilis species complex under different light wavelengths and intensities. Int. Rev. Hydrobiol. 99 (1-2), 151-156 (2014).
  32. Yoshinaga, T., Hagiwara, A., Tsukamoto, K. Effect of conditioned media on the asexual reproduction of the monogonont rotifer Brachionus plicatilis O. F. Müller. Hydrobiologia. 412, 103-110 (1999).
  33. Ohmori, F., Kaneko, G., Saito, T., Watabe, S. A novel growth-promoting protein in the conditioned media from the rotifer Brachionus plicatilis at an early exponential growth phase. Hydrobiologia. 667 (1), 101-117 (2011).
  34. Collet, D. . Modelling Survival Data in Medical Research. , 151-193 (1993).
  35. Bouliotis, G., Billingham, L. Crossing survival curves: alternatives to the log-rank test. Trials. 12, A137 (2011).
  36. Yang, J., et al. Changes in expression of manganese superoxide dismutase, copper and zinc superoxide dismutase and catalase in Brachionus calyciflorus during the aging process. PloS ONE. 8 (2), e57186 (2013).
  37. Snell, T. W., Johnston, R. K., Rabeneck, B., Zipperer, C., Teat, S. Joint inhibition of TOR and JNK pathways interacts to extend the lifespan of Brachionus manjavacas (Rotifera). Exp. Gerontol. 52, 55-69 (2014).
  38. Klass, M. R. Aging in nematode Caenorhabditis-elegans – major biological and environmental-factors influencing life-span. Mech. Ageing Dev. 6 (6), 413-429 (1977).
  39. Priest, N. K., Mackowiak, B., Promislow, D. E. L. The role of parental age effects on the evolution of aging. Evolution. 56 (5), 927-935 (2002).

Play Video

Citazione di questo articolo
Kaneko, G., Yoshinaga, T., Gribble, K. E., Welch, D. M., Ushio, H. Measurement of Survival Time in Brachionus Rotifers: Synchronization of Maternal Conditions. J. Vis. Exp. (113), e54126, doi:10.3791/54126 (2016).

View Video