Summary

의식 쥐에 주입 및 무선 막전위의 기록 및 Visual 사건 관련 전위

Published: June 29, 2016
doi:

Summary

우리는 녹음이 마취 교란없이 실시하고 있습니다 인간의 조건에 더 유사하다 눈 (전위도) 및 의식 쥐의 뇌 (시각 잠재적 유발)에서 시각 전기 생리 신호를 측정하는 수술 주입 및 녹음 과정을 보여줍니다.

Abstract

전체 필드 전위도 (ERG) 및 시각 유발 전위 (VEP)은 실험실과 임상 모두에서 망막과 시각 경로의 무결성을 평가하는 유용한 도구입니다. 현재 전임상 ERG와 VEP 측정은 안정된 전극 게재 위치를 보장하기 위해 마취로 수행됩니다. 그러나 마취 임재 정상적인 생리적 반응을 오염시키는 것으로 밝혀졌다. 이 마취 교란을 극복하기 위해, 우리는 의식 쥐의 ERG와 VEP를 분석 할 수있는 새로운 플랫폼을 개발한다. 전극은 수술 ERG을 분석하고 경막 VEP를 측정 할 수있는 시각 피질을 통해 할 수있는 눈에 서브 conjunctivally 주입한다. 진폭 및 감도 범위 / 타이밍 파라미터가 발광 에너지 증가에 ERG 및 VEP 양에 대해 분석된다. 르와 VEP 신호는 적어도 사주 후 수술 주입을위한 안정적이고 반복적으로 표시됩니다. 마취없이 ERG와 VEP 신호를 기록하는이 능력은 전임상들에 교란랩탑 설치는 임상 데이터에 우수한 번역을 제공해야한다.

Introduction

르와 VEP는 각각 실험실과 병원 모두에서 망막과 시각 경로의 무결성을 평가하는 생체 도구의 최소 침습 있습니다. 전체 필드 ERG는 망막 통로 1,2- 다양한 세포 종류를 대표하는 각각의 요소와 다른 구성 요소들로 분해 될 수있는 특성 파형을 산출한다. 고전 전체 필드 ERG 파형은 광 수용체 활동 후 빛에 노출 2-4을 대표하는 것으로 나타났다 초기 음의 기울기 (A-파)로 구성되어 있습니다. 다음은 파가 중간 망막, 주로 ON 바이폴라 세포 5-7의 전기 활동을 반영하는 상당한 양의 파형 (B-파)로 이어진다. 또한, 하나는로드 응답 (8)로부터 콘을 분리 광량 간 자극 간격을 변화 할 수있다.

플래시 VEP는 망막 빛 자극에 반응하여 시각 피질과 뇌 줄기의 전기 전위를 나타냅니다9,10. 이 파형은 레티노-geniculo-선조체 경로 11-1311,13 다양한 V1 라미 수행 피질 처리를 나타내는 말 성분 뉴런의 활성을 반영하는 초기 요소와, 초기 및 후기 요소로 세분화 될 수있다. 따라서 ERG와 VEP의 동시 측정은 시각 경로에 관여 구조의 포괄적 인 평가를 반환합니다.

현재 동물에서 전기 생리학을 기록하기 위해, 마취 전극 안정적인 배치를 가능하게 사용된다. 이 의식 쥐 14-16에서 ERG와 VEP을 측정하려는 시도하고 있지만, 이러한 연구는 복잡 할 수 있고, 동물의 움직임과 자연의 행동 (17)을 제한하여 동물의 스트레스로 이어질 수 유선 설정을 사용하고있다. 향상된 소형화 및 배터리 수명을 포함한 무선 기술의 최근 발전과 함께, 그것은 ERG의에 대한 원격 측정 방식을 구현하는 것이 가능하다유선 녹음 장기 생존율의 개선과 관련된 스트레스를 감소 차원 VEP 기록. 원격 측정 프로브의 완전 내재화 안정적인 주입은 만성 온도, 혈압 (18), 활동 (19)의 모니터링뿐만 아니라 뇌파 (20)에 대한 성공을 입증했다. 기술의 이러한 발전은 만성 연구를위한 플랫폼의 유틸리티를 증가, 반복성과 의식 녹음의 안정성에 도움이 될 것입니다.

Protocol

윤리 문 : 동물 실험은 과학적 목적을위한 동물의 관리 및 사용 (2013)의 호주 코드에 따라 실시 하였다. 동물 윤리 승인은 동물 윤리위원회, 멜버른 대학에서 얻었다. 재료는 본 명세서 만 아니라 의학적 또는 수 의학적 용도를위한 실험실 실험이다. 1. 준비 전극 주 : 세 채널 송신기가 동시에 수행 될 2 ERG 1 VEP 기록 가능 외과 이식에 사용된다. 활성 비활성 및 3 개의 전극을 ?…

Representative Results

감광체 응답은 램과 퓨의 모델에 기초하여, 각 동물에 대한 상위 2 발광 에너지 (1.20, 1.52 로그 CSM -2)에서 ERG 응답의 초기 하강 사지의 전연 지연 가우시안 피팅에 의해 분석되고 (22)는 후드와 자작 나무 (23)에 의해 공식화. 이 공식은 진폭과 민감도 매개 변수 (그림 1C 각각 1D를) 반환합니다. 쌍곡선 함수는 또한 진폭과 민감?…

Discussion

때문에 시각 전기 생리학의 최소 침습 자연, 인간 환자의 ERG와 VEP 기록은 의식이있는 상태에서 수행에만 전극 배치를위한 국소 마취제의 사용을 요구하고 있습니다. 반면에, 동물 모델에서 시각적 전기 생리학 종래 자발적 눈과 몸체 움직임을 제거하여 안정적인 전극의 배치를 가능하게 전신 마취 하에서 수행된다. 이전 공보 25-27 24 등으로 도시하지만, 일반적으로 사용되는 전신…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

JC would like to acknowledge the David Hay Memorial Fund, The University of Melbourne for financial support in writing this manuscript. Funding for this project was provided by an ARC Linkage grant 100200129 (BVB, AJV, CTON).

Materials

Bioamplifier ADInstruments ML 135 Amplifies ERG and VEP signals
Carboxymethylcellulose sodium 1.0% Allergan CAS 0009000-11-7 Maintain corneal hydration during surgery
Carprofen 0.5% Pfizer Animal Health Group CAS 53716-49-7 Post-surgery analgesia, given with injectable saline for fluid replenishment
Chlorhexadine 0.5% Orion Laboratories 27411, 80085 Disinfection of surgical instrument
Cyanoacrylate gel activator RS components 473-439 Quickly dries cyanoacrylate gel
Cyanocrylate gel  RS components 473-423 Fix stainless screws to skull
Dental burr Storz Instruments, Bausch and Lomb E0824A Miniature drill head of ~0.7mm diameter for making a small hole in the skull over each hemisphere to implant VEP screws
Drill Bosch Dremel 300 series Automatic drill for trepanning
Enrofloxin Troy Laboratories Prophylactic antibiotic post surgey
Ganzfeld integrating sphere Photometric Solutions International Custom designed light stimulator: 36 mm diameter, 13 cm aperture size
Gauze swabs Multigate Medical Products Pty Ltd 57-100B Dries surgical incision and exposed skull surface during surgery
Isoflurane 99.9% Abbott Australasia Pty Ltd CAS 26675-46-7 Proprietory Name: Isoflo(TM) Inhalation anaaesthetic. Pharmaceutical-grade inhalation anesthetic mixed with oxygen gas for VEP electrode implant surgery
Kenacomb ointment Aspen Pharma Pty Ltd To reduce skin irritation and itching after surgery
Luxeon LEDs Phillips Lighting Co. For light stimulation, twenty 5 watt and one 1 watt LEDs, controlled by Scope software
Needle (macrosurgery) World Precision Instruments 501959 for suturing abdominal and head surgery, used with 3-0 suture, eye needle, cutting edge 5/16 circle Size 1, 15mm
Needle holder (macrosurgery) World Precision Instruments 500224 To hold needle during abdominal and head surgery
Needle holder (microsurgery) World Precision Instruments 555419NT To hold needle during ocular surgery
Optiva catheter Smiths Medical International LTD 16 or 21 G Guide corneal active electrodes from skull to conjunctiva
Povidone iodine 10% Sanofi-Aventis CAS 25655-41-8 Proprietory name: Betadine, Antiseptic to prepare the shaved skin for surgery 10%, 500 mL
Powerlab data acquisition system ADInstruments ML 785 Acquire signal from telemetry transmitter, paired to telemetry data converter
Proxymetacaine 0.5% Alcon Laboratories  CAS 5875-06-9 Topical ocular analgesia
Restrainer cutom made Front of the restrainer is tapered to minimize head movement, length can be adjusted to accommodate different rat length, overall diameter is 60 mm. 
Scapel blade R.G. Medical Supplies SNSM0206 For surgical incision
Scissors (macrosurgery) World Precision Instruments 501225 for cutting tissue on the abodmen and forhead
Scissors (microsurgery) World Precision Instruments 501232 To dissect the conjunctiva for electrode attachment
Scope Software ADInstruments version 3.7.6 Simultaneously triggers the stimulus via the ADI Powerlab system and collects data
Shaver Oster Golden A5 Shave fur from surgical areas
Stainless streel screws  MicroFasteners L001.003CS304 0.7 mm shaft diameter, 3 mm in length 
Stereotaxic frame David Kopf Model 900 A small animal stereotaxic instrument for locating the implantation landmarks on the skull
Surgical drape Vital Medical Supplies GM29-612EE Ensure sterile enviornment during surgery
Suture (macrosurgery) Ninbo medical needles 3-0 for suturing abdominal and head surgery, sterile silk braided, 60cm
Suture needle (microsurgery) Ninbo medical needles 8-0 or 9-0 for ocular surgery including, suturing electrode to sclera and closing conjunctival wound, nylon suture, 3/8 circle 1×5, 30cm
Telemetry data converter  DataSciences International R08 allows telemetry signal to interface with data collection software
Telemetry Data Exchange Matrix DataSciences International Gathers data from transmitters, pair with receiver
Telemetry data receiver DataSciences International RPC-1 Receives telemetry data from transmitter
Telemetry transmitter DataSciences International F50-EEE 3 channel telemetry transmitter
Tropicamide 0.5% Alcon Laboratories  Iris dilation
Tweezers (macrosurgery) World Precision Instruments 500092 Manipulate tissues during abdominal and head surgery
Tweezers (microsurgery) World Precision Instruments 500342 Manipulate tissues during ocular surgery

Riferimenti

  1. Frishman, L. J. . Origins of the Electroretinogram. , (2006).
  2. Granit, R. The components of the retinal action potential in mammals and their relation to the discharge in the optic nerve. J Physiol. 77, 207-239 (1933).
  3. Brown, K. T. The eclectroretinogram: its components and their origins. Vision Res. 8, 633-677 (1968).
  4. Brown, K. T., Murakami, M. Biphasic Form of the Early Receptor Potential of the Monkey Retina. Nature. 204, 739-740 (1964).
  5. Kline, R. P., Ripps, H., Dowling, J. E. Generation of b-wave currents in the skate retina. Proc Natl Acad Sci U S A. 75, 5727-5731 (1978).
  6. Krasowski, M. D., et al. Propofol and other intravenous anesthetics have sites of action on the gamma-aminobutyric acid type A receptor distinct from that for isoflurane. Mol Pharmacol. 53, 530-538 (1998).
  7. Stockton, R. A., Slaughter, M. M. B-wave of the electroretinogram. A reflection of ON bipolar cell activity. J Gen Physiol. 93, 101-122 (1989).
  8. Nixon, P. J., Bui, B. V., Armitage, J. A., Vingrys, A. J. The contribution of cone responses to rat electroretinograms. Clin Experiment Ophthalmol. 29, 193-196 (2001).
  9. Weinstein, G. W., Odom, J. V., Cavender, S. Visually evoked potentials and electroretinography in neurologic evaluation. Neurol Clin. 9, 225-242 (1991).
  10. Sand, T., Kvaloy, M. B., Wader, T., Hovdal, H. Evoked potential tests in clinical diagnosis. Tidsskr Nor Laegeforen. 133, 960-965 (2013).
  11. Brankack, J., Schober, W., Klingberg, F. Different laminar distribution of flash evoked potentials in cortical areas 17 and 18 b of freely moving rats. J Hirnforsch. 31, 525-533 (1990).
  12. Creel, D., Dustman, R. E., Beck, E. C. Intensity of flash illumination and the visually evoked potential of rats, guinea pigs and cats. Vision Res. 14, 725-729 (1974).
  13. Herr, D. W., Boyes, W. K., Dyer, R. S. Rat flash-evoked potential peak N160 amplitude: modulation by relative flash intensity. Physiol Behav. 49, 355-365 (1991).
  14. Guarino, I., Loizzo, S., Lopez, L., Fadda, A., Loizzo, A. A chronic implant to record electroretinogram, visual evoked potentials and oscillatory potentials in awake, freely moving rats for pharmacological studies. Neural Plast. 11, 241-250 (2004).
  15. Szabo-Salfay, O., et al. The electroretinogram and visual evoked potential of freely moving rats. Brain Res Bull. 56, 7-14 (2001).
  16. Valjakka, A. The reflection of retinal light response information onto the superior colliculus in the rat. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 245, 1199-1210 (2007).
  17. Lapray, D., Bergeler, J., Dupont, E., Thews, O., Luhmann, H. J. A novel miniature telemetric system for recording EEG activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 168, 119-126 (2008).
  18. Lim, K., Burke, S. L., Armitage, J. A., Head, G. A. Comparison of blood pressure and sympathetic activity of rabbits in their home cage and the laboratory environment. Exp Physiol. 97, 1263-1271 (2012).
  19. Nguyen, C. T., Brain, P., Ivarsson, M. Comparing activity analyses for improved accuracy and sensitivity of drug detection. J Neurosci Methods. 204, 374-378 (2012).
  20. Ivarsson, M., Paterson, L. M., Hutson, P. H. Antidepressants and REM sleep in Wistar-Kyoto and Sprague-Dawley rats. Eur J Pharmacol. 522, 63-71 (2005).
  21. He, Z., Bui, B. V., Vingrys, A. J. The rate of functional recovery from acute IOP elevation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 47, 4872-4880 (2006).
  22. Lamb, T. D., Pugh, E. N. A quantitative account of the activation steps involved in phototransduction in amphibian photoreceptors. J Physiol. 449, 719-758 (1992).
  23. Hood, D. C., Birch, D. G. Rod phototransduction in retinitis pigmentosa: estimation and interpretation of parameters derived from the rod a-wave. Invest Ophthalmol Vis Sci. 35, 2948-2961 (1994).
  24. Charng, J., et al. Conscious wireless electroretinogram and visual evoked potentials in rats. PLoS Onez. 8, e74172 (2013).
  25. Galambos, R., Szabo-Salfay, O., Szatmari, E., Szilagyi, N., Juhasz, G. Sleep modifies retinal ganglion cell responses in the normal rat. Proc Natl Acad Sci U S A. 98, 2083-2088 (2001).
  26. Meeren, H. K., Van Luijtelaar, E. L., Coenen, A. M. Cortical and thalamic visual evoked potentials during sleep-wake states and spike-wave discharges in the rat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 108, 306-319 (1998).
  27. Nair, G., et al. Effects of common anesthetics on eye movement and electroretinogram. Doc Ophthalmol. 122, 163-176 (2011).
  28. Amouzadeh, H. R., Sangiah, S., Qualls, C. W., Cowell, R. L., Mauromoustakos, A. Xylazine-induced pulmonary edema in rats. Toxicol Appl Pharmacol. 108, 417-427 (1991).
  29. Charng, J., et al. Retinal electrophysiology is a viable preclinical biomarker for drug penetrance into the central nervous system. J Ophthalmol. , (2016).
check_url/it/54160?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Charng, J., He, Z., Bui, B., Vingrys, A., Ivarsson, M., Fish, R., Gurrell, R., Nguyen, C. Implantation and Recording of Wireless Electroretinogram and Visual Evoked Potential in Conscious Rats. J. Vis. Exp. (112), e54160, doi:10.3791/54160 (2016).

View Video