Summary

Approche chirurgicale pour Occlusion de l'artère cérébrale moyenne et reperfusion induite par des maladies chez les souris

Published: October 20, 2016
doi:

Summary

Afin de comprendre la physiopathologie de la course, il est important d'utiliser des modèles fiables. Ce document décrira l'un des modèles de course les plus fréquemment utilisés chez la souris, appelé le modèle milieu occlusion de l'artère cérébrale (MCAo) (également appelé le filament intraluminal ou d'un modèle de suture) avec reperfusion.

Abstract

L'AVC est une cause majeure de décès dans le monde et continue d'être l'une des principales causes des handicaps adultes à long terme. Environ 87% des AVC sont d'origine ischémique et se produisent sur le territoire de l'artère cérébrale moyenne (MCA). Actuellement, le seul médicament Food and Drug Administration (FDA) a approuvé pour le traitement de cette maladie dévastatrice est l'activateur tissulaire du plasminogène (tPA). Cependant, le tPA a une petite fenêtre thérapeutique pour l'administration (3-6 h), et est seulement efficace dans 4% des patients qui ont effectivement le reçoivent. La recherche actuelle se concentre sur la compréhension de la physiopathologie de la course afin de trouver des cibles thérapeutiques potentielles. Ainsi, des modèles fiables sont cruciaux, et le modèle (MCAo) MCA d'occlusion (également appelés le filament ou suture modèle intraluminal) est réputé être le modèle le plus cliniquement pertinente chirurgicale d'accident vasculaire cérébral ischémique, et est assez non invasive et facilement reproductible. En général, le modèle MCAo est utilisé avec des rongeurs, en particulier avec des souris duesà toutes les variations génétiques disponibles pour cette espèce. Nous décrivons ici (et présent dans la vidéo) comment effectuer avec succès le modèle MCAo (avec reperfusion) chez la souris pour générer des données fiables et reproductibles.

Introduction

L'AVC est la cinquième cause de décès dans le monde, avec une personne mourir de la maladie toutes les 4 minutes. Plus de 800.000 Américains souffrent d'un AVC chaque année, ce qui est non seulement dévastateur pour le patient, mais aussi pour leurs familles. L' AVC est la principale cause de handicap chez les adultes et les dépenses annuelles est estimée à l'ordre de 36,5 milliards de $ 1 en dépit de très peu d' options de traitement soient disponibles.

activateur tissulaire du plasminogène (tPA) est le seul Food and Drug Administration (FDA) autorisé médicament pour accident vasculaire cérébral ischémique. Cependant, il est seulement efficace si administré à des patients dans les 3-6 heures à partir du début de la course, et dans ces cas , il ne profite qu'à 4% des patients 2. Par conséquent, il est impératif que les modèles animaux reproductibles, cliniquement pertinentes de course sont utilisés pour aider à l'élaboration de stratégies et de traitements thérapeutiques potentiels pour cette maladie. Il est important de noter que , in vitro , </em> modèles, si elle est utile dans la modélisation de certains aspects du dysfonctionnement cérébral, ne sont pas capables de récapituler les interactions physiologiques complexes qui se produisent dans le cerveau et la périphérie après un AVC. Par conséquent, les modèles in vivo sont essentiels.

Le type le plus commun de l'AVC est d'origine ischémique, qui représente 87% des accidents vasculaires cérébraux totaux. D'autres traits sont une hémorragie intracérébrale (9%) et d'hémorragie sous-arachnoïdienne (4%) et sont dues le plus souvent par un emboles à l'artère cérébrale moyenne (MCA). Cela est dû à la courbe saillant à la racine du MCA, ce qui provoque le flux sanguin laminaire pénétrer dans le cerveau pour devenir perturbé. Le MCA naît de l'artère carotide interne (ICA) et les routes le long du sillon latéral, où elle se ramifie et des projets à des noyaux gris centraux et les surfaces latérales du frontal, pariétal et le lobe temporal, y compris le moteur primaire et le cortex sensoriel. Le Cercle de Willis est créé par les artères cérébrales postérieures étantrelié aux artères cérébrales et les postérieures artères communicantes.

Le filament ou suture modèle intraluminal de MCAo est l'un des plus largement utilisé dans la recherche sur l'AVC. Cependant, il y a un couple de différentes variantes de ce modèle, et ceux – ci sont basés sur si le microfilaments est inséré dans l'artère carotide externe (ECA, appelée la méthode Longa) 3, ou si elle est insérée dans l'ICA (dite Koizumi méthode) 4. Dans la méthode de Koizumi, l'artère carotide commune (CCA) du côté de la chirurgie doit être liée de façon permanente si le filament est retiré pour prévenir les saignements de l'incision dans le CCA, alors que dans la méthode de Longa est la CEA qui doit être attaché de façon permanente 5 . Voici la méthode Longa sera utilisée comme nous estimons que c'est un bien supérieur et un modèle plus cliniquement pertinente chirurgicale d'accident vasculaire cérébral ischémique. En outre, l'utilisation d'un mono-filament de silicium à bout, en particulier avec le procédé Longa, produit trèsMCAo reproductible , contrairement aux monofilaments de flamme émoussé, qui produisent souvent une occlusion incomplète et / ou une hémorragie méningée 6.

Le procédé de filament intraluminal peut être utilisé comme modèle de 4,6 occlusion permanente ou transitoire. Pour effectuer le modèle transitoire, le filament est retiré après une période d'ischémie (par exemple, 30 min, 60 min, 2 h), et la reperfusion est autorisé à se produire. Ce modèle, dans une certaine mesure, simule le rétablissement du débit sanguin après une intervention spontanée ou thérapeutique (par exemple, l' administration tPA) pour lyser un caillot de thromboemboliques chez l' homme. Pour le modèle permanent, le filament est tout simplement laissé en place pendant une période de temps (par exemple, 24 heures), donc pas de reperfusion se produit. Un autre avantage du procédé de filament intraluminale est le fait qu'un craniotomie n'a pas besoin d'être effectuée, ce qui permet le crâne d'être laissé intact et d'éviter toute modification de la pression et de la température intra-crânienne.

<p class = "jove_content"> Dans cette vidéo, nous démontrons comment effectuer la méthode de filament intraluminal Longa pour induire MCAo et reperfusion. Nous montrons aussi comment effectuer le score neurologique de 18 points et de déterminer le volume de l'infarctus en utilisant du chlorure de 2,3,5-triphenyltetrazalium (TTC) coloration.

Protocol

Ce protocole et les expériences rapportées dans la vidéo ont été approuvés par le Comité LSUHSC-S institutionnel soin et l'utilisation des animaux et sont en conformité avec les directives du NIH. NOTE: Homme C57BL / 6 souris pesant 25-29 g ont été utilisés dans cette étude. Les souris ont été maintenues sur un régime standard chow à granulés avec un accès libre à l'eau, sous 12 h cycle lumière / obscurité dans des cages individuellement ventilées. La procédure sera effectuée dans des conditions stér…

Representative Results

Souris ont été soumises à 30 minutes d' ischémie cérébrale induite par MCAo (figure 1) , suivie d'une période de reperfusion (24 h et 1 semaine sont présentées ici, mais la durée de la reperfusion peut être modifié). La mortalité a été minimale au cours de MCAo (environ 2%). ischémie Post, le taux de mortalité (moins les 24 premières heures) était d'environ 26%. Laser Doppler a ?…

Discussion

Depuis sa conception il y a 20 ans, le modèle MCAo pour la course humaine impliquant l'insertion d'un filament a été utilisé dans un grand nombre d'études. Ceci est principalement dû au fait qu'il imite ce qui se passe sur le plan clinique dans la forme la plus courante d'AVC (ie, accident vasculaire cérébral ischémique). Le striatum est plus sensible à l'ischémie que le cortex cérébral, et en tant que telle, la durée de la période d'ischémie se traduira à la fois si…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was funded by the National Institute of Health, the National Heart Lung and Blood Institute (NIH and NHLBI; HL125572-01A1) and the LSUHSC-S start up fund to F.N.E. Gavins.

Materials

Male C57BL/6 mice Jackson Laboratory, Bar Harbor, ME #000664
Ketamine Hydrochloride Morris & Dickson, Shreveport, LA 67457-108-10
Xylazine Akorn, Inc, Lake Forest, IL NADA# 139-236
DC temperature control system FHC, Bowdoin, ME 40-90-8D
Mini rectal thermistor probe FHC, Bowdoin, ME 40-80-5D-02
Heating pad FHC, Bowdoin, ME 40-90-2-06
Clippers Amazon, Bellevue, WA #64800
70% ethanol Worldwide Medical Products, Bristol, PA #51011023
Dissecting microscope Olympus, Center Valley, PA SZ40
Iris scissors (straight) Fine Science Tools, Foster City, CA 11251-20
Dumont forceps (45° bent tip) Fine Science Tools, Foster City, CA 11297-00
Micro vessel clip Fine Science Tools, Foster City, CA 18055-05
Micro dissecting spring scissors (straight) Fine Science Tools, Foster City, CA 14088-10
Retractors (blunt) Fine Science Tools, Foster City, CA 18200-11 (Helen used 17022-13)
Cotton tipped applicators Fisher Scientific, Waltham, MA 23-400-100
Gauze sponges Covidien, Mansfield, MA #9023
6-0 silk braided surgical suture Roboz, Gaithersburg, MD SUT-1073-11
0.9% sodium chloride Morris & Dickson, Lake Forest, IL 0409-4888-20
6-0 medium MCAO suture (silicon rubber coated monofilament) Doccol Corporation, Sharon, MA 6023PKRe
Sofsilk 6-0 silicone coated braided silk Covidien, Mansfield, MA SUT-14-1
Carprofen Pfizer, New York, NY NADA# 141-199
Puralube Dechra, Norwich, UK NDC 17033-211-38
Physitemp temperature controller Harvard Apparatus, Holliston, MA TCAT-2AC
Heat lamp Harvard Apparatus, Holliston, MA HL-1
Laser doppler probe AD Instruments, Colorado Springs, CO MSP100XP
24-well plates Fisher Scientific, Waltham, MA #353226
Phosphate buffered saline (PBS) Life Technologies, Carlsbad, CA 20012-050
Single edge razor blades Fisher Scientific, Waltham, MA 12-640
2,3,5-triphenyltetrazalium chloride (TTC) Sigma Aldrich, St. Louis, MO T8877-50G
Mouse brain matrix slicer Braintree Scientific, Braintree, MA BS-A 5000C
Water bath VWR, Radnor, PA #182
10% formalin Sigma Aldrich, St. Louis, MO HT501128-4L
Image J analysis software NIH, Bethesda, MD free download
Retractor Medical Device Purchase, Newcastle, CA MP-740

Riferimenti

  1. Go, A. S., et al. Heart disease and stroke statistics-2014 update: a report from the American Heart Association. Circulation. 129 (3), e28-e292 (2014).
  2. Marks, M. P., et al. Patients with acute stroke trated with intravenous tPS 3-6 hours after stroke onset: correlations between MR angiography findings and perfusion- and diffusion-weighted imaging in the DEFUSE study. Radiology. 249 (2), 614-623 (2008).
  3. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  4. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema, I: a new experimnetal model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Jpn J Stroke. (8), 1-8 (1986).
  5. Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. E. Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. J Neurosci Meth. 249, 99-105 (2015).
  6. Gavins, F. N., Dalli, J., Flower, R. J., Granger, D. N., Perretti, M. Activation of the annexin 1 counter-regulatory circuit affords protection in the mouse brain microcirculation. FASEB J. 21 (8), 1751-1758 (2007).
  7. Chen, J., et al. Atorvastain induction of VEGF and BDNF promotes brain plasticity after stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 25 (2), 281-290 (2005).
  8. Li, Y., et al. Intrastriatal transplantation of bone marrow nonhematopoietic cells improves functional recovery after stroke in adult mice. J Cereb Blood Flow Metab. 20 (9), 1311-1319 (2000).
  9. Liesz, A., et al. The spectrum of systemic immune alterations after murine focal ischemia; the immunodepression versus immunomodulation. Stroke. 40 (8), 2849-2858 (2009).
  10. Beckmann, N. High resolution magnetic resonance angiography non-invasively reveals mouse strain differences in the cerebrovascular anatomy in vivo. Magn Reson Med. 44 (2), 252-258 (2000).
  11. Barone, F. C., Knudsen, D. J., Nelson, A. H., Feuerstein, G. Z., Willette, R. N. Mouse strain differences in susceptibility to cerebral ischemia are related to cerebral vascular anatomy. J Cereb Blood Flow Metab. 13 (4), 683-692 (1993).
  12. Burk, J., Burggraf, D., Vosko, M., Dichgans, M., Hamann, G. F. Protection of cerebral microvasculature after moderate hypothermia following experimental focal cerebral ischemia in mice. Brain Res. (1226), 248-255 (2008).
  13. Noor, R., Wang, C. X., Shuaib, A. Effects of hyperthemia on infarct volume in focal embolic model of cerebral ischemia in rats. Neurosci Lett. 349 (2), 130-132 (2003).
  14. Shin, H. K., et al. Mild induced hypertension improves blood flow and oxygen metabolism in transient focal cerebral ischemia. Stroke. 39 (5), 1548-1555 (2008).
  15. Richter, S. H., Garner, J. P., Würbel, H. Environmental standardization: cure or cause of poor reproducibility in animal experiments?. Nat Methods. 6 (4), 257-261 (2009).
  16. Holloway, P. M., et al. Both MC1 and MC3 receptors provide protection from cerebral ischemia-reperfusion-induced neutrophil recruitment. Arterioscler Thromb Vasc Biol. 35, (2015).
  17. Vandeputte, C., et al. Characterization of the inflammatory response in a photothrombotic stroke model by MRI: implications for stem cell transplantation. Mol Imaging Biol. 13 (4), 663-671 (2010).
  18. Iwae, Y., et al. Glial cell-mediated deterioration and repair of the nervous system after traumatic brain injury in a rat model as assessed by positron emission tomography. J Neurotrauma. 27 (8), 1463-1475 (2010).
  19. Morris, R. Developments of a water-maze procedure for studying spatial learning in the rat. J Neurosci Methods. 11 (1), 47-60 (1984).
  20. Mouzon, B., et al. Repetitive mild traumatic brain injury in a mouse model produces learning and memory deficits accompanied by histological changes. J Neurotrauma. 29 (18), 2761-2773 (2012).
  21. Fleming, S., et al. Early and progressive sensorimotor anomalies in mice overexpressing wild-type human α-synuclein. J Neurosci. 24 (42), 9434-9440 (2004).
  22. Sedelis, M., Schwarting, R. K. W., Huston, J. P. Behavioral phenotyping of the MPTP mouse model of Parkinson’s disease. Behav Brain Res. 125 (1-2), 109-125 (2001).
  23. Toon, L., Silva, M., D’Hooge, R., Aerts, J. M., Berckmans, D. Automated gait analysis in the open-field test for laboratory mice. Behav Res Methods. 41 (1), 148-153 (2009).
  24. Lubjuhn, J., et al. Functional testing in a mouse stroke model induced by occlusion of the distal middle cerebral artery. J Neurosci Methods. 184 (1), 95-103 (2009).
  25. Bouët, V., Freret, T., Toutain, J., Divoux, D., Boulouard, M., Schumann-Bard, P. Sensorimotor and cognitive deficits after transient middle cerebral artery occlusion in the mouse. Exp Neurol. 203 (2), 555-567 (2007).
  26. Freret, T., et al. Behavioral deficits after distal focal cerebral ischemia in mice: usefulness of adhesive removal test. Behav Neurosci. 123 (1), 224-230 (2009).
  27. Zhan, Y., et al. Deficient neuron-microglia signaling results in impaired functional brain connectivity and social behavior. Nature Neurosci. 17, 400-406 (2013).
  28. Balkaya, M., Kröber, J. M., Rex, A., Endres, M. Assessing post-stroke behavior in mouse models of focal ischemia. J Cereb Blood Flow. 33, 330-338 (2012).
  29. Wiessner, C., et al. Anti-nogo-a antibody infusion 24 hours after experimental stroke imporved behavioral outcome and corticospinal plasticity in normotensive and spontaneously hypertensive rats. J Cereb Blood Flow Metab. 23, 154-165 (2003).
  30. Schaar, K. L., Brenneman, M. M., Savitz, S. I. Functional assessments in the rodent stroke model. Exp Transl Stroke Med. 2 (13), (2010).
check_url/it/54302?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Vital, S. A., Gavins, F. N. E. Surgical Approach for Middle Cerebral Artery Occlusion and Reperfusion Induced Stroke in Mice. J. Vis. Exp. (116), e54302, doi:10.3791/54302 (2016).

View Video