En enkel tilnærming til å manipulere oppløst oksygen for Animal Behavior Observasjoner
Summary
Denne artikkelen beskriver en enkel og reproduserbar protokoll for å manipulere oppløst oksygenbetingelser i et laboratorieoppsett for dyrestudier oppførsel. Denne protokollen kan bli anvendt i både arbeids- og forskning laboratoriet for å evaluere organisme reaksjon av makroinvertebrater, fisk eller amfibier til forandringer i konsentrasjon av oppløst oxygen.
Abstract
Evnen til å manipulere oppløst oksygen (DO) i et laboratorieoppsett har betydelig anvendelse for å undersøke en rekke miljømessige og atferds organisme spørsmål. Protokollen er beskrevet her gir en enkel, reproduserbar, og kontrollert metode for å manipulere GJØRE for å studere atferdsrespons hos akvatiske organismer som følge av hypoksisk og anoksiske forhold. Mens du utfører avgassing av vann med nitrogen er vanligvis brukes i laboratoriet, finnes det ingen eksplisitt metode for økologisk (akvatiske) søknad i litteraturen, og denne protokollen er den første til å beskrive en protokoll for å degasify vann for å observere organismal respons. Denne teknikken og protokollen ble utviklet for direkte anvendelse for vann makroinvertebrater; men kan lite fisk, amfibier og andre vannlevende virveldyr være lett erstattes. Det gir mulighet for lett manipulering av DO-nivåer i området fra 2 mg / l til 11 mg / l med stabilitet for opptil et 5 min dyreobservasjonsperioden.Utover en 5 min observasjonsperioden vanntemperaturer begynte å stige, og 10 min DO nivåer ble for ustabil til å vedlikeholde. Protokollen er skalerbar til studiet organisme, reproduserbar og pålitelig, slik at for rask implementering i innledende undervisningslaboratorier og høyt nivå forskning. De forventede resultatene av denne teknikken bør forholde oppløst oksygen endringer i atferdsmessige responser av organismer.
Introduction
Oppløst oksygen (DO) er en nøkkelfysio parameter viktig i formidling en rekke biologiske og økologiske prosesser i akvatiske økosystemer. Eksponeringer for akutt og kronisk under dødelig hypoksi redusere vekstrater i enkelte vannlevende insekter og redusere overlevelsen av insekter utsatt en. Denne protokollen ble utviklet for å tilveiebringe en kontrollert fremgangsmåte for å manipulere DO-nivåer i strømmen vann for å observere virkningen på dyrs oppførsel. Ettersom alle aerobe vannlevende organismer overlevelse avhenger av oksygenkonsentrasjon for å leve og reprodusere, endringer i konsentrasjonen av DO ofte gjenspeiles i atferdsendringer hos organismer. Flere mobile vannlevende virvelløse dyr og fisk har blitt observert å svare på lavt oksygenkonsentrasjon (hypoksiske) ved å søke steder med høyere DO 2,3. For mindre mobile vannlevende organismer, til atferdstilpasninger øke inntaket av DO kan være den eneste levedyktige alternativet. Vann macroinvertebrate orden Plecoptera (Stonefly) er kjent for å utføre "push-up" bevegelser for å øke strømmen av vann, og opptak av oksygen, på tvers av sine eksterne gjellene 4 – 6. Disse adaptiv atferd er observert i naturmiljøer og i laboratorieforsøk.
Laboratory manipulering av DO i vann åpner opp store muligheter for dyreadferd studier, men store hull i metodisk distribusjon eksisterer. For eksempel, en studie brukt store akvarier for å evaluere den fysiologiske responstiden til Largemouth bass (Micropterus salmoides) til hypoksiske miljøer følgende gassing med nitrogen, men snaut detaljer er gitt for metodikken 7. En annen studie utført på Zebra fisk (Danio rerio) er beskrevet ved hjelp av nitrogengass og en porøs stein for å levere gass til vann og redusere DO av vannet åtte. For kjemisk-baserte applikasjoner, metoder for avgassing av løsemidler bruke spesialiserteApparat 9 – 11 for å fjerne oksygen fra oppløsningsmidler, men ville ikke være egnet for dyr oppførsel studier. Selv om disse studiene benytte metoder for å fjerne oksygen fra vannet, kunne ingen beskrivende metode bli identifisert som ville tillate for evaluering av dyrs oppførsel som reaksjon på endringer i DO.
Denne fremgangsmåten beskrevet i det følgende er et forsøk på å fullt ut beskrive en protokoll for manipulering av DO fra vann ved anvendelse av nitrogengass. Videre ble denne metoden utviklet seg mot å observere sammenhenger mellom Stonefly atferd (pushups) og gjøre som var ansatt i en freshman-nivå biologi laboratorium. En av de viktigste fordelene med denne metoden er at det lett kan utføres innenfor et laboratorium med felles glass og materialer tilgjengelig for de fleste videregående og høyere utdanningsinstitusjoner. Protokollen er også lett tilpasses, slik at for enkeltpersoner å skalere prosedyren for å oppfylle målene som er fastsatt for forsknings- eller undervisningsprogrammer. </p>
Protocol
Representative Results
Discussion
kritiske trinn
Denne fremgangsmåten tilveiebringer en enkel og effektiv måte å manipulere DO i et laboratorieoppsett for å utføre Adferdsstudier på vannorganismer. Vi fant det å være flere kritiske trinn / elementer for å være klar over når du utfører dette eksperimentet som er direkte knyttet til resultatene. Innenfor en prøve, er det viktig å opprettholde kammertrykket for å unngå forandringer i partialtrykket til gasser over vannet, og påfølgende DO svingninger. Etter fremgangsmåten i "…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The Authors would first like to acknowledge all students from the freshman Biology 121- Ecology Module lab at Juniata College for their help in generating data used in this study. We would also like to thank Dr. Randy Bennett, Chris Walls, Sherry Isenberg, and Taylor Cox for their assistance in acquiring materials necessary to develop this methodology. Additionally, we would like to thank Dr. Norris Muth and Dr. John Unger for their advice on methodological development and Dr. Jill Keeney and the Biology department for their support of this endeavor. We would also like to thank the anonymous reviewers that have helped to shape and focus this manuscript. Last but not least, I'd like to thank Hudson Grant for his help with the initial stonefly collection for use in development of this technique
Materials
| Filter flask 2 L | Pyrex | 5340 | |
| Rubber Stopper size 6 | Sigma-Aldrich | Z164534 | |
| Nalgene 180 Clear Plastic Tubing | Thermo Scienfitic | 8001-1216 | |
| Whisper 60 air pump | Tetra | N/A | |
| Standard flexible Air line tubing | Penn Plax | ST25 | |
| 0.25 inch Copper tubing | Lowes Home Improvement | 23050 | |
| Male hose barb | Grainger | 5LWH1 | |
| Female Connector | Grainger | 20YZ22 | |
| Heavy Duty Dissolved Oxygen Meter | Extech | 407510 | |
| Nitrogen gas | Matheson TRIGAS | N/A | |
| Radnor AF150-580 Regulator | Airgas | RAD64003036 |
Riferimenti
- Hoback, W., Stanley, D. Insects in hypoxia. J. Insect Physiol. 47 (6), 533-542 (2001).
- Craig, J., Crowder, L. Hypoxia-induced habitat shifts and energetic consequences in Atlantic croaker and brown shrimp on the Gulf of Mexico shelf. Mar Ecol-Prog Ser. 294, 79-94 (2005).
- Gaulke, G., Wolfe, J., Bradley, D., Moskus, P., Wahl, D., Suski, C. Behavioral and Physiological Responses of Largemouth Bass to Rain-Induced Reductions in Dissolved Oxygen in an Urban System. T Am Fish Soc. 144 (5), 927-941 (2015).
- Genkai-Kato, M., Nozaki, K., Mitsuhashi, H., Kohmatsu, Y., Miyasaka, H., Nakanishi, M. Push-up response of stonefly larvae in low-oxygen conditions. Ecol Res. 15 (2), 175-179 (2000).
- McCafferty, W. . Aquatic Entomology: The Fishermen’s and Ecologists’ Illustrated Guide to Insects and Their Relatives. , (1983).
- Chapman, L., Schneider, K., Apodaca, C., Chapman, C. Respiratory ecology of macroinvertebrates in a swamp-river system of east Africa. Biotropica. 36 (4), 572-585 (2004).
- Suski, C., Killen, S., Kieffer, J., Tufts, B. The influence of environmental temperature and oxygen concentration on the recovery of largemouth bass from exercise implications for live – release angling tournaments. J Fish Biol. 68, 120-136 (2006).
- Abdallah, S., Thomas, B., Jonz, M. Aquatic surface respiration and swimming behaviour in adult and developing zebrafish exposed to hypoxia. J Exp Biol. 218 (11), 1777-1786 (2015).
- Gassmann, H., Chen, C., Vermot, M. Method and apparatus for degassing viscous liquids and removing gas bubbles suspended therein. US patent. , (1974).
- Berndt, M., Schomburg, W., Rummler, Z., Peters, R., Hempel, M. Apparatus for degassing liquids. US patent. , (2001).
- Sims, C., Gerner, Y., Hamberg, K. Vacuum degassing. US patent. , (2002).
- Barbour, M., Gerritsen, J., Snyder, B., Stribling, J. Report number EPA 841-B-99-002. Rapid bioassessment protocols for use in streams and wadeable rivers. , (1999).
- Anderson, T., Darling, D. A Test of Goodness of Fit. J Am Stat Assoc. 49 (268), 765-769 (1954).
- Rounds, S., Wilde, F., Ritz, G. Chapter A6 Field Measurements. Section 6.2 DISSOLVED OXYGEN. National Field Manual for the Collection of Water-Quality Data. , (2013).
- Hem, J. . Study and Interpretation of the Chemical Characteristics of Natural. , (1985).
- Burggren, W. 34;Air Gulping" Improves Blood Oxygen Transport during Aquatic Hypoxia in the Goldfish Carassius auratus. Physiol Zool. 55 (4), 327-334 (2015).
- Frederic, H., Mathieu, J., Garlin, D., Freminet, A. Behavioral, Ventilatory, and Metabolic Responses to Severe Hypoxia and Subsequent Recovery of the Hypogean Niphargus rhenorhodanensis and the Epigean Gammarus fossarum (Crustacea: Amphipoda). Physiol Zool. 68 (2), 223-244 (2015).
- Ultsch, G., Duke, J. Gas Exchange and Habitat Selection in the Aquatic Salamanders Necturus maculosus and Cryptobranchus alleganiensis. Oecologia. 83 (2), 250-258 (1990).
