JoVE Journal > Developmental Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Risultati
Discussion
Divulgazioni
Acknowledgements
Materials
Riferimenti
Traduzione automatica
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Biologia dello sviluppo

Işık Levha tabanlı Floresan Yaşayanlar Mikroskopi veya Sabit ve Lekeli<em> Tribullum castaneum</em> Embriyolar

Published: April 28, 2017
doi:
10.3791/55629
, ,
1Physical Biology,Buchmann Institute for Molecular Life Sciences (BMLS), 2Cluster of Excellence Frankfurt,Macromolecular Complexes, 3Goethe-Universität Frankfurt am Main – Campus Riedberg

Summary

Işık levha bazlı floresan mikroskobu ile böcek embriyonlarından morfojenezini Görüntüleme tekniğin durumu haline gelmiştir. Bu protokol ana hatlarıyla ve Tribolium castaneum embriyolar için uygun üç montaj teknikleri karşılaştırır, canlı görüntüleme için uygun iki yeni ısmarlama transjenik çizgileri sunar, önemli bir kalite kontrol anlatılır ve mevcut deney sınırlamaları gösterir.

Abstract

Kırmızı un böceği Tribolium castaneum gelişimsel genetik ve evrimsel gelişim biyolojisi önemli bir böcek model organizmadır haline gelmiştir. Işık levha bazlı floresan mikroskobu ile Tribolium embriyoların gözlemlenmiş olması alışılmış geniş alan ve konfokal floresan mikroskobu üzerinde sayıda avantajı vardır. Nedeniyle hafif bir levha bazlı mikroskop eşsiz özelliklerine göre, canlı örneklerin üç boyutlu görüntüler yüksek bir sinyal-gürültü oranına sahip kaydedilebilir ve önemli ölçüde çok sayıda son dönemlerde foto-ağartma yanı sıra birden fazla yön boyunca foto-düşük toksisiteye günler. Metodolojik gelişme ve verilerin sürekli artış fazla dört yıllık zaman Tribolium toplumda ışık levha teknolojisinin kullanımı için de böcek toplumda olduğu gibi geniş standart operasyon prosedürlerini kurmak için uygun görünüyor. Bu protokol, f uygun üç montaj teknikleri tarifya da farklı amaçlar, uzun süreli canlı görüntüleme için uygun olan iki yeni ısmarlama transgenik Tribolium hatları sunulur sabit embriyo, hücre içi yapıları etiket beş floresan boyalar önerir ve kaydedilen verilerin zamanında değerlendirilmesi için, veriler, post-işlem hakkında bilgi sağlar. Temsilci sonuçlar uzun süreli canlı görüntüleme, optik olarak kısımlara ve birden doğrultular boyunca aynı embriyonun gözlem konsantre. ilgili veri kümeleri indirilebilir bir kaynak olarak temin edilmiştir. Son olarak, protokol canlı görüntüleme deneyleri, güncel sınırlamalar ve diğer böcek türlerine özetlenen prosedürlerin uygulanabilirliği için kalite kontrollerini anlatılır.

Bu protokol öncelikle standart laboratuar ekipmanı daha iyi performans görüntüleme çözümleri aramak gelişimsel biyologlar için tasarlanmıştır. Bu geliştirmek ve Mikrolara rafine teknik odaklı laboratuarlar / topluluklar arasındaki boşluğu kapatmak için sürekli girişimde teşvikmetodolojik olarak kopyalamak ve teknik sorunlara 'tak-çalıştır' çözüm gerektiren yaşam bilimleri laboratuvarları / topluluklar. Ayrıca, ilgi merkezi haline biyolojik soruları hamle bir aksiyomatik yaklaşımını desteklemektedir.

Introduction

Kara böceklerin büyük bir aile (Tenebrio) aittir kırmızı un böceği Tribolium castaneum, tarım ve yaşam bilimleri içinde uzun bir geçmişi vardır ve meyve sonra ikinci en iyi çalışılan model, böcek model organizma Drosophila melanogaster sinek olduğunu. Son dört yılda, bu çeşitli nedenlerle için embriyonik morfojenezinde, son yirmi yılda, evrimsel gelişim biyolojisi, gelişimsel genetiği güçlü ve popüler böcek model organizma haline geldi ve:

Drosophila ve Tribolium hem Holometabola aittir ama yaklaşık 300 milyon yıl önce 1, 2, 3, 4 sapmıştır. Yüksek türetilen Drosophila embriyonik gelişim yaygın olarak kabul edilmekle birlikte, Tribolium devel bir Atalara modu gösterirböcek türlerine 5, 6, 7, 8, 9 dikkate değer bir oranda bulunan opment. Onun ağız ve antenler embriyogenez 10, 11, 12, 13, 14, 15 boyunca ortaya çıkmakta, yani ilk olarak, Tribolium olmayan involuted baş geliştirme sergiler. İkinci olarak, Tribolium kısa tohumu geliştirme, örneğin, karın segmentleri germband uzama 16, 17, 18, 19 boyunca, arka büyüme bölgesinden ilave edilirler ilkelerini izler. Üçüncüsü, Tribolium geliştirmekte ve daha sonraki alçaltıriki ekstra-embriyonik zarlarını çok ventral embriyo kapsar amniyon, ve tamamen 20, 21, 22 embriyo saran serozası, yani. Her iki membranlar çok önemli bir morfogenetik 23 yanısıra mikroorganizmalar 24, 25 ve kuruması 26 karşı koruyucu bir rol oynar. Dördüncü olarak, embriyonik gelişmekte bacaklar larva yaşam safhasında tamamen işlevsel ve pupa başkalaşım 27, 28, 29, 30, 31 boyunca, yetişkin bacaklar için primordia olarak görev yapar.

Nedeniyle kendi küçük boyutları ve mütevazı talepleri, laboratuvarda Tribolium ekimi oldukça basittir. yabanıl tip Kültürler (WT) suşları veya transgenik çizgiler, tipik olarak yaklaşık 100-300 yetişkin oluşur ve tam tahıl buğday oluşur büyüme ortamı ile üç ila dört santimetre yüksek (yaklaşık 50 gr doldurulmuş bir litrelik bir cam şişe (ayak 80 cm2)) içinde tutulabilir un aktif kuru maya ile takviye edilmiştir. Bir su kaynağı gerekli değildir. Bu küçük veya orta ölçekli ticari olarak bulunabilen böcek kuluçka içinde böcek kültürlerinin onlarca tutmak için hatta küçük laboratuvarlar sağlar. Tribolium Daha sonra gelişim evreleri (larvalar sonra yaklaşık dördüncü safha, pupa ve yetişkin) kolayca eleme ile büyüme ortamından ayrılır. Senkronize embriyolar yumurtlama ortamı üzerinde kısa bir süre için yetişkin inkübe edilmesi ile elde edilir. stok tutma tipik 22-25 ° C'de gerçekleştirilir iken hızla gelişmesi için, böcek kültürleri, 32 ° C (kuşak başına yaklaşık dört hafta) tutulur (yaklaşık on hafta nesil başına).

Son on yıl içinde, birçok standart tecGelişen model organizmalar kitap 32 özetlenen hniques yavaş yavaş uyarlanmış ve Tribolium için optimize edilmiştir. Büyük önem embriyonik 33 gibi genetik yöntemler, larva 34, 35 ya da ebeveyn 36, 37 RNA interferans esaslı gen demonte ya piggyBac 38, 39 ya da Minos 40 transposaz sistemi ve CRISPR / Cas9 tabanlı genomu ile tohum çizgisi dönüşüm ilerletilirler mühendislik 41. Bundan başka, Tribolium genom on yıl önce 42 ile ilgili dizilenmiştir ve etkin ve genom kimlik ve genin 44. sistematik analiz sağlar düzeneği 43 serbest genomun üçüncü turda, şimdi </syukarı> ya da diğer genetik elemanlar 45, 46. Buna ek olarak, diğer dört koleopteran türlerinin genomlarının karşılaştırmalı genetik yaklaşımlar 47, 48, 49, 50 mevcuttur. Sekanslanmış genom ile bağlantılı olarak, iki büyük ölçekli genetik analizler bir araya sokma mutajenez ekran 51 ve sistematik bir RNA girişimi esaslı gen demonte ekran 52, 53, yani gerçekleştirilmiştir.

Geniş açılı, konfokal veya hafif levha bazlı mikroskobu (LSFM) ile floresan canlı görüntüleme çok boyutlu bir içerik (Tablo 1), zamanın bir fonksiyonu (örneğin, morfojenezi) halinde Tribolium embriyonik morfolojisi gözlemlenebilir. widefield ve konfokal floresan mikroskobu olarak, Excittirme ve emisyon ışık aynı objektif merceği içinden yönlendirilir. Her iki yaklaşımda da tüm numune her kaydedilen iki boyutlu düzlemde için aydınlatılmaktadır. Bu nedenle, numuneler çok yüksek enerji seviyesine tabi tutulmaktadır. LSFM olarak, odak düzlemi sadece flüoroforlar bağlı iki dikey yerleştirilmiş objektif lens (Şekil 1) kullanılarak aydınlatma ve saptama bir dekuplaj heyecan bulunmaktadır. Bir uçak ışıklandırma mikroskobu (SPIM) ve dijital taranmış lazer ışığı levha bazlı floresan mikroskobu (DSLM, Şekil 2) – – LSFM iki kanonik uygulamalarda gelir ve geleneksel yöntemlere göre birçok önemli avantajlar sunmaktadır: (i) iç optik kesit özelliği, (ii) iyi eksenel çözünürlüğü, (iii) foto-ağartma kuvvetli düşük bir seviyesi, (iv) çok düşük foto-toksisite, (v) yüksek sinyal-gürültü oranı, (vi), nispeten yüksek bir edinim hızı, (vii) görüntüleme birden fazla yönde ve (vi boyuncanedeniyle düşük sayısal açıklık aydınlatma objektifler 54, 55, 56 kullanımına ii) daha derin doku penetrasyonu.

LSFM zaten başarıyla neredeyse tüm embriyonik morfonogenezi 57 belgelemek ve dorsal kapatma 23 başında ekstra embriyonik membran rüptürü ilkelerini analiz etmek Tribolium içinde uygulanmıştır. Mikroskop bir kolaylığı olur nerede standart çalışma usulleri belirlemektir ve yöntemleri, protokolleri ve bir seviyeye kaynakların havuzu geliştirmek için büyük önem taşımaktadır, Tribolium toplumda ve genel olarak böcek bilimi için LSFM çekiciliğini artırmak için gelişimsel biyoloji laboratuvarlarında standart aracını -KULLANMA ve biyolojik sorular dikkat merkezinde kalmak.

Bu protokol Tribolium temelleri <ile başlar/ em> ekimi, yani bakım, üreme ve embriyo koleksiyonu. Daha sonra, iki deneysel stratejileri gösterilmiştir: (i) canlı ısmarlama transgenik hatların görüntüleme ve floresan boyalar (Tablo 2) ile boyanmıştır sabit embriyolar (ii) görüntüleme. (I) agaroz sütunu, (ii) agaroz hemisfer ve (iii) yeni örümcek ağı tutucu: Daha sonra, biraz daha farklı amaçlarla üç montaj teknikleri detaylı (Şekil 3 ve Tablo 3) açıklanmıştır. protokol daha sonra LSFM ile veri toplama işlemini açıklar. Görüntüleme Yöntemleri ve temel düşünceler özetlenmiştir. Son olarak, embriyo alma açıklanır ve temel veri işleme için öneriler ortaya konmuştur. Temsili sonuçlarda, canlı görüntü verileri iki yeni ısmarlama ve Glia mavisi 58 transjenik çizgi gösterilir ve karşılık gelen görüntü veri kümeleri indirilebilir bir kaynak olarak temin edilmiştir. Ayrıca, görüntüFloresan boyalar, çeşitli ile boyandı sabit embriyoların veriler sunulmaktadır. tartışma kalite kontrol, canlı görüntüleme yaklaşımının geçerli sınırlamalar ve diğer türlere protokolünün adaptasyonu odaklanır.

Protokol, bir numune haznesi ve tipik olarak bir çapa sahip bir metal, plastik ya da camdan yapılmış silindir şekilli elemanlar olan standart numune tutucuları 54, 59, 60, bir döner kelepçe mekanizması ile donatılmıştır ışık levha bazlı floresan mikroskobu için yazılmıştır milimetre aralığındadır. Protokol, her iki kanonik uygulamalarda örneğin, SPIM ve DSLM, aynı zamanda iki ya da daha fazla aydınlatma ve tespit kolları 61, 62, 63 ile kurulumları için uygundur. temsili sonuçlar, iki tayf kanalları verileri gösterir, yeşil (IL488 nm lazer, saptama bir geçiş filtresi bandpass 607/70 bir geçiş filtresi) ve kırmızı (bir 561 nm lazer ile aydınlatma, algılama bandpass 525/50), ancak protokol ile bir aydınlatma üç ya da dört spektral kanallara genişletilebilir.

Protocol

Tribolium Kültürlerin 1. Yetiştirme Not: standart koşullar / 12 saat karanlık döngüsü parlak bir 12 saat içinde 25 ° C ve% 70 nispi nemde bir inkübasyon sıcaklığı olarak tanımlanır. Tribolium hayvancılıkla ilgili daha fazla bilgi için, ilgili kurallar 64 mevcuttur. Bu protokol, kilogram miktarlar hazırlanmış ve birkaç ay boyunca saklanabilir iki farklı un bazlı ortam gerektirir. Önceki un ve aktif kuru maya ile ?…

Representative Results

Bu protokol, yaşayan floresan görüntüleme veya LSFM ile sabitlenmiş ve lekeli Tribolium embriyolar için deneysel bir çerçeve tanımlamaktadır. Foto-ağartma ve foto-toksisite, optik kesit yeteneğinin doğrudan bir sonucu olarak, düşük seviyelerde, LSFM uzun süreli canlı görüntüleme için özellikle uygundur. Yeni AGOC {ATub'H2B-mEmerald} # 1 transgenik hat alfa-tübülin 1 promotör <sup…

Discussion

Kalite kontrol

Canlı görüntüleme deneylerinde, hazırlanması ve kayıt prosedürü mekanik ve kimyasal işleme (numune tutucu üzerine monte toplanması, dechorionation,), ne de gözlem sırasında entegre enerji yükü de, yani örneğin yaşamını etkilemelidir, invazif olmayan olmalıdır. WT gelişimini karakterize çalışmalar için, embriyo başarıyla alınır, kayıt işleminden zarar ve sağlıklı erişkin hale hangi deneylerden tek kullanım verile…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Biz teknik destek için Sven Plath teşekkür ederim. Glia-mavi transgenik çizgi Gregor Bucher (Göttingen, Almanya) bir tür hediye oldu. Araştırma Goethe Buchmann Moleküler Yaşam Bilimleri Enstitüsü (BMLS, yönetmen Enrico Schleiff) de EHKS kısmen verilen makromoleküler Tesisler (CEF-MC, EXC 115, hoparlör Volker Dötsch) için Frankfurt am Mükemmellik Frankfurt Küme tarafından finanse edildi Universität Frankfurt Deutsche Forschungsgemeinschaft (DFG) tarafından am Main.

Materials

full grain wheat flour Demeter e.V. 1.13E+08 US: whole wheat flour, UK: whole meal flour
405 fine wheat flour Demeter e.V. 1.13E+08 US: pastry flour, UK: soft flour
inactive dry yeast Flystuff / Genesee Scientific 62-106
phosphate-buffered saline (PBS), pH 7.4 Thermo Fisher Scientific 10010-023
sodium hypochlorite, ~12% active Cl Sigma Aldrich 425044-250ML Caution: sodium hypochlorite is corrosive
low-melt agarose Carl Roth 6351.2
6-well plate Orange Scientific 4430500
24-well plate Orange Scientific 4430300
glass capillaries, internal Ø 0.46 mm Brand GmbH + Co KG 7087 09
SYTOX Green Thermo Fisher Scientific 57020 Staining solution preparation is explained in Table 2
YOYO-1 Iodide Thermo Fisher Scientific Y3601 Staining solution preparation is explained in Table 2
BOBO-3 Iodide Thermo Fisher Scientific B3586 Staining solution preparation is explained in Table 2
Alexa Fluor 488 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A12379 Staining solution preparation is explained in Table 2
Alexa Fluor 546 Phalloidin Thermo Fisher Scientific A22283 Staining solution preparation is explained in Table 2
sieve, 800 µm mesh size VWR International 200.025.222-051
sieve, 710 µm mesh size VWR International 200.025.222-050 for growth medium preparation (step 1.1)
sieve, 300 µm mesh size VWR International 200.025.222-040
sieve, 250 µm mesh size VWR International 200.025.222-038 for egg laying medium preparation (step 1.2)
glass dish, Ø 100 mm × 20 mm Sigma Aldrich CLS70165102
cell strainer, 100 µm mesh size BD Biosciences 352360
paint brush, head Ø 2 mm VWR International 149-2121
syringe, 1.0 ml B. Braun Medical AG 9166017V
scintillation vials Sigma Aldrich M1152-1000EA
paraformaldehyde Sigma Aldrich 158127 Caution: paraformaldehyde is toxic and corrosive
n-heptane ≥ 99% Carl Roth 8654.1 Caution: n-heptane is flammable and toxic
Triton X-100 Sigma Aldrich X100-100ML Caution: Trition X-100 is corrosive
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Riferimenti

  1. Brown, S. J., Denell, R. E., Beeman, R. W. Beetling around the genome. Genet. Res. 82, 155-161 (2003).
  2. Misof, B., et al. Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 346, 763-767 (2014).
  3. Tong, K. J., Duchêne, S., Ho, S. Y. W., Lo, N. INSECT PHYLOGENOMICS. Comment on “Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 349, 487 (2015).
  4. Kjer, K. M., et al. INSECT PHYLOGENOMICS. Response to Comment on “Phylogenomics resolves the timing and pattern of insect evolution. Science. 349, 487 (2015).
  5. Klingler, M. Tribolium. Curr Biol. 14, 639-640 (2004).
  6. Savard, J., Marques-Souza, H., Aranda, M., Tautz, D. A segmentation gene in tribolium produces a polycistronic mRNA that codes for multiple conserved peptides. Cell. 126, 559-569 (2006).
  7. Yang, X., Zarinkamar, N., Bao, R., Friedrich, M. Probing the Drosophila retinal determination gene network in Tribolium (I): The early retinal genes dachshund, eyes absent and sine oculis. Dev. Biol. 333, 202-214 (2009).
  8. Peel, A. D. Forward genetics in Tribolium castaneum: opening new avenues of research in arthropod biology. J. Biol. 8, 106 (2009).
  9. Lynch, J. A., El-Sherif, E., Brown, S. J. Comparisons of the embryonic development of Drosophila, Nasonia, and Tribolium. Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol. 1, 16-39 (2012).
  10. Schröder, R., Jay, D. G., Tautz, D. Elimination of EVE protein by CALI in the short germ band insect Tribolium suggests a conserved pair-rule function for even skipped. Mech. Dev. 80, 191-195 (1999).
  11. Posnien, N., Schinko, J. B., Kittelmann, S., Bucher, G. Genetics, development and composition of the insect head–a beetle’s view. Arthropod Struct. Dev. 39, 399-410 (2010).
  12. Posnien, N., Koniszewski, N. D. B., Hein, H. J., Bucher, G. Candidate gene screen in the red flour beetle Tribolium reveals six3 as ancient regulator of anterior median head and central complex development. PLoS Genet. 7, 1002416 (2011).
  13. Angelini, D. R., Smith, F. W., Aspiras, A. C., Kikuchi, M., Jockusch, E. L. Patterning of the adult mandibulate mouthparts in the red flour beetle, Tribolium castaneum. Genetica. 190, 639-654 (2012).
  14. Coulcher, J. F., Telford, M. J. Cap’n’collar differentiates the mandible from the maxilla in the beetle Tribolium castaneum. Evodevo. 3, 25 (2012).
  15. Peel, A. D., et al. Tc-knirps plays different roles in the specification of antennal and mandibular parasegment boundaries and is regulated by a pair-rule gene in the beetle Tribolium castaneum. BMC Dev. Biol. 13, 25 (2013).
  16. Bucher, G., Klingler, M. Divergent segmentation mechanism in the short germ insect Tribolium revealed by giant expression and function. Development. 131, 1729-1740 (2004).
  17. Handel, K., Basal, A., Fan, X., Roth, S. Tribolium castaneum twist: gastrulation and mesoderm formation in a short-germ beetle. Dev. Genes Evol. 215, 13-31 (2005).
  18. Roth, S., Hartenstein, V. Development of Tribolium castaneum. Development Genes and Evolution. 218, 115-118 (2008).
  19. Schröder, R., Beermann, A., Wittkopp, N., Lutz, R. From development to biodiversity–Tribolium castaneum, an insect model organism for short germband development. Dev. Genes Evol. 218, 119-126 (2008).
  20. Sharma, R., Beermann, A., Schröder, R. The dynamic expression of extraembryonic marker genes in the beetle Tribolium castaneum reveals the complexity of serosa and amnion formation in a short germ insect. Gene Expr. Patterns. 13, 362-371 (2013).
  21. Benton, M. A., Pavlopoulos, A. Tribolium embryo morphogenesis: may the force be with you. Bioarchitecture. 4, 16-21 (2014).
  22. Horn, T., Hilbrant, M., Panfilio, K. A. Evolution of epithelial morphogenesis: phenotypic integration across multiple levels of biological organization. Front. Genet. 6, 303 (2015).
  23. Hilbrant, M., Horn, T., Koelzer, S., Panfilio, K. A. The beetle amnion and serosa functionally interact as apposed epithelia. Elife. 5, (2016).
  24. Jacobs, C. G. C. C., vander Zee, M. Immune competence in insect eggs depends on the extraembryonic serosa. Dev. Comp. Immunol. 41, 263-269 (2013).
  25. Jacobs, C. G. C., Spaink, H. P., vander Zee, M. The extraembryonic serosa is a frontier epithelium providing the insect egg with a full-range innate immune response. Elife. 3, (2014).
  26. Jacobs, C. G. C., Rezende, G. L., Lamers, G. E. M., vander Zee, M. The extraembryonic serosa protects the insect egg against desiccation. Proc. Biol. Sci. 280, 20131082 (2013).
  27. Lewis, D. L., DeCamillis, M., Bennett, R. L. Distinct roles of the homeotic genes Ubx and abd-A in beetle embryonic abdominal appendage development. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4504-4509 (2000).
  28. Beermann, A., et al. The Short antennae gene of Tribolium is required for limb development and encodes the orthologue of the Drosophila Distal-less protein. Development. , 287-297 (2001).
  29. Grossmann, D., Scholten, J., Prpic, N. -. M. Separable functions of wingless in distal and ventral patterning of the Tribolium leg. Dev. Genes Evol. 219, 469-479 (2009).
  30. Angelini, D. R., Smith, F. W., Jockusch, E. L. Extent With Modification: Leg Patterning in the Beetle Tribolium castaneum and the Evolution of Serial Homologs. G3. 2, 235-248 (2012).
  31. Grossmann, D., Prpic, N. -. M. Egfr signaling regulates distal as well as medial fate in the embryonic leg of Tribolium castaneum. Dev. Biol. 370, 264-272 (2012).
  32. . . Emerging Model Organisms: A Laboratory Manual, Volume 2. , (2010).
  33. Brown, S. J., Mahaffey, J. P., Lorenzen, M. D., Denell, R. E., Mahaffey, J. W. Using RNAi to investigate orthologous homeotic gene function during development of distantly related insects. Evol. Dev. 1, 11-15 (1999).
  34. Tomoyasu, Y., Denell, R. E. Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development. Dev. Genes Evol. 214, 575-578 (2004).
  35. Linz, D. M., Clark-Hachtel, C. M., Borràs-Castells, F., Tomoyasu, Y. Larval RNA interference in the red flour beetle, Tribolium castaneum. J. Vis. Exp. , e52059 (2014).
  36. Bucher, G., Scholten, J., Klingler, M. Parental RNAi in Tribolium (Coleoptera). Curr. Biol. 12, 85-86 (2002).
  37. Posnien, N., et al. RNAi in the red flour beetle (Tribolium). Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  38. Lorenzen, M. D., et al. piggyBac-mediated germline transformation in the beetle Tribolium castaneum. Insect Mol. Biol. 12, 433-440 (2003).
  39. Berghammer, A. J., Weber, M., Trauner, J., Klingler, M. Red flour beetle (Tribolium) germline transformation and insertional mutagenesis. Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  40. Pavlopoulos, A., Berghammer, A. J., Averof, M., Klingler, M. Efficient transformation of the beetle Tribolium castaneum using the Minos transposable element: quantitative and qualitative analysis of genomic integration events. Genetica. 167, 737-746 (2004).
  41. Gilles, A. F., Schinko, J. B., Averof, M. Efficient CRISPR-mediated gene targeting and transgene replacement in the beetle Tribolium castaneum. Development. 142, 2832-2839 (2015).
  42. Richards, S., et al. The genome of the model beetle and pest Tribolium castaneum. Nature. 452, 949-955 (2008).
  43. Kim, H. S., et al. BeetleBase in 2010: revisions to provide comprehensive genomic information for Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 38, 437-442 (2010).
  44. Stappert, D., Frey, N., von Levetzow, C., Roth, S. Genome-wide identification of Tribolium dorsoventral patterning genes. Development. 143, 2443-2454 (2016).
  45. Pavlek, M., Gelfand, Y., Plohl, M., Meštrović, N. Genome-wide analysis of tandem repeats in Tribolium castaneum genome reveals abundant and highly dynamic tandem repeat families with satellite DNA features in euchromatic chromosomal arms. DNA Res. 22, 387-401 (2015).
  46. Vlahović, I., Glunčić, M., Rosandić, M., Ugarković, &. #. 2. 7. 2. ;., Paar, V. Regular higher order repeat structures in beetle Tribolium castaneum genome. Genome Biol. Evol. , (2016).
  47. Keeling, C. I., et al. Draft genome of the mountain pine beetle, Dendroctonus ponderosae Hopkins, a major forest pest. Genome Biol. 14, 27 (2013).
  48. Vega, F. E., et al. Draft genome of the most devastating insect pest of coffee worldwide: the coffee berry borer, Hypothenemus hampei. Sci. Rep. 5, 12525 (2015).
  49. Cunningham, C. B., et al. The Genome and Methylome of a Beetle with Complex Social Behavior, Nicrophorus vespilloides (Coleoptera: Silphidae). Genome Biol. Evol. 7, 3383-3396 (2015).
  50. Meyer, J. M., et al. Draft Genome of the Scarab Beetle Oryctes borbonicus on La Réunion Island. Genome Biol. Evol. 8, 2093-2105 (2016).
  51. Trauner, J., et al. Large-scale insertional mutagenesis of a coleopteran stored grain pest, the red flour beetle Tribolium castaneum, identifies embryonic lethal mutations and enhancer traps. BMC Biol. 7, 73 (2009).
  52. Schmitt-Engel, C., et al. The iBeetle large-scale RNAi screen reveals gene functions for insect development and physiology. Nat. Commun. 6, 7822 (2015).
  53. Dönitz, J., et al. iBeetle-Base: a database for RNAi phenotypes in the red flour beetle Tribolium castaneum. Nucleic Acids Res. 43, 720-725 (2015).
  54. Keller, P. J., Stelzer, E. H. K. Digital scanned laser light sheet fluorescence microscopy. Cold Spring Harb. Protoc. 2010, (2010).
  55. Weber, M., Huisken, J. Light sheet microscopy for real-time developmental biology. Curr. Opin. Genet. Dev. 21, 566-572 (2011).
  56. Stelzer, E. H. K. Light-sheet fluorescence microscopy for quantitative biology. Nat. Methods. 12, 23-26 (2015).
  57. Strobl, F., Stelzer, E. H. K. Non-invasive long-term fluorescence live imaging of Tribolium castaneum embryos. Development. , 1-8 (2014).
  58. Koniszewski, N. D. B., et al. The insect central complex as model for heterochronic brain development-background, concepts, and tools. Dev. Genes Evol. , (2016).
  59. Gualda, E. J., et al. OpenSpinMicroscopy: an open-source integrated microscopy platform. Nat. Methods. 10, 599-600 (2013).
  60. Pitrone, P. G., et al. OpenSPIM: an open-access light-sheet microscopy platform. Nat. Methods. 10, 598-599 (2013).
  61. Tomer, R., Khairy, K., Amat, F., Keller, P. J. Quantitative high-speed imaging of entire developing embryos with simultaneous multiview light-sheet microscopy. Nat. Methods. 9, 755-763 (2012).
  62. Krzic, U., Gunther, S., Saunders, T. E., Streichan, S. J., Hufnagel, L. Multiview light-sheet microscope for rapid in toto imaging. Nat. Methods. 9, 730-733 (2012).
  63. Chhetri, R. K., et al. Whole-animal functional and developmental imaging with isotropic spatial resolution. Nat. Methods. 12, 1171-1178 (2015).
  64. Brown, S. J., et al. The red flour beetle, Tribolium castaneum (Coleoptera): a model for studies of development and pest biology. Cold Spring Harb. Protoc. 2009, (2009).
  65. Strobl, F., Schmitz, A., Stelzer, E. H. K. Live imaging of Tribolium castaneum embryonic development using light-sheet-based fluorescence microscopy. Nat. Protoc. 10, 1486-1507 (2015).
  66. Engelbrecht, C. J., Stelzer, E. H. Resolution enhancement in a light-sheet-based microscope (SPIM). Opt. Lett. 31, 1477-1479 (2006).
  67. Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat. Methods. 9, 671-675 (2012).
  68. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9, 676-682 (2012).
  69. Pietzsch, T., Saalfeld, S., Preibisch, S., Tomancak, P. BigDataViewer: visualization and processing for large image data sets. Nat. Methods. 12, 481-483 (2015).
  70. Preibisch, S., Saalfeld, S., Schindelin, J., Tomancak, P. Software for bead-based registration of selective plane illumination microscopy data. Nat. Methods. 7, 418-419 (2010).
  71. Preibisch, S., et al. Efficient Bayesian-based multiview deconvolution. Nat. Methods. 11, 645-648 (2014).
  72. Amat, F., et al. Fast, accurate reconstruction of cell lineages from large-scale fluorescence microscopy data. Nat. Methods. 11, 951-958 (2014).
  73. Stegmaier, J., et al. Real-Time Three-Dimensional Cell Segmentation in Large-Scale Microscopy Data of Developing Embryos. Dev. Cell. 36, 225-240 (2016).
  74. Siebert, K. S., Lorenzen, M. D., Brown, S. J., Park, Y., Beeman, R. W. Tubulin superfamily genes in Tribolium castaneum and the use of a Tubulin promoter to drive transgene expression. Insect Biochem. Mol. Biol. 38, 749-755 (2008).
  75. Greger, K., Swoger, J., Stelzer, E. H. K. Basic building units and properties of a fluorescence single plane illumination microscope. Rev. Sci. Instrum. 78, 23705 (2007).
  76. El-Sherif, E., Averof, M., Brown, S. J. A segmentation clock operating in blastoderm and germband stages of Tribolium development. Development. , (2012).
  77. Panfilio, K. a., Oberhofer, G., Roth, S. High plasticity in epithelial morphogenesis during insect dorsal closure. Biol. Open. 2, 1108-1118 (2013).
  78. Koelzer, S., Kölsch, Y., Panfilio, K. A. Visualizing late insect embryogenesis: extraembryonic and mesodermal enhancer trap expression in the beetle Tribolium castaneum. PLoS One. 9, 103967 (2014).
  79. Nakamoto, A., et al. Changing cell behaviours during beetle embryogenesis correlates with slowing of segmentation. Nat. Commun. 6, 6635 (2015).
  80. Horn, T., Panfilio, K. A. Novel functions for Dorsocross in epithelial morphogenesis in the beetle Tribolium castaneum. Development. 143, 3002-3011 (2016).
  81. Benton, M. A., Akam, M., Pavlopoulos, A. Cell and tissue dynamics during Tribolium embryogenesis revealed by versatile fluorescence labeling approaches. Development. 140, 3210-3220 (2013).
  82. van der Zee, M., et al. Innexin7a forms junctions that stabilize the basal membrane during cellularization of the blastoderm in Tribolium castaneum. Development. 142, 2173-2183 (2015).
  83. Macaya, C. C., Saavedra, P. E., Cepeda, R. E., Nuñez, V. A., Sarrazin, A. F. A Tribolium castaneum whole-embryo culture protocol for studying the molecular mechanisms and morphogenetic movements involved in insect development. Dev. Genes Evol. 226, 53-61 (2016).
  84. Sarrazin, A. F., Peel, A. D., Averof, M. A Segmentation Clock with Two-Segment Periodicity in Insects. Science. 336, 338-341 (2012).
  85. Nollmann, F. I., et al. A photorhabdus natural product inhibits insect juvenile hormone epoxide hydrolase. Chembiochem. 16, 766-771 (2015).
  86. Strobl, F., Stelzer, E. H. Long-term fluorescence live imaging of Tribolium castaneum embryos: principles, resources, scientific challenges and the comparative approach. Curr. Opin. Insect Sci. 18, 17-26 (2016).
  87. Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Digital scanned laser light-sheet fluorescence microscopy (DSLM) of zebrafish and Drosophila embryonic development. Cold Spring Harb. Protoc. 2011, 1235-1243 (2011).
  88. Reynaud, E. G., Peychl, J., Huisken, J., Tomancak, P. Guide to light-sheet microscopy for adventurous biologists. Nat. Methods. 12, 30-34 (2015).
  89. Cerny, A. C., Bucher, G., Schröder, R., Klingler, M. Breakdown of abdominal patterning in the Tribolium Krüppel mutant jaws. Development. 132, (2005).
  90. Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. K. Reconstruction of zebrafish early embryonic development by scanned light sheet microscopy. Science. 322, 1065-1069 (2008).
  91. Sulston, I. A., Anderson, K. V. Embryonic patterning mutants of Tribolium castaneum. Development. 122, (1996).
  92. Berghammer, A., Bucher, G., Maderspacher, F., Klingler, M. A system to efficiently maintain embryonic lethal mutations in the flour beetle Tribolium castaneum. Dev. Genes Evol. 209, 382-389 (1999).
  93. Brown, S., et al. Implications of the Tribolium Deformed mutant phenotype for the evolution of Hox gene function. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4510 (2000).
  94. Wu, Y., et al. Inverted selective plane illumination microscopy (iSPIM) enables coupled cell identity lineaging and neurodevelopmental imaging in Caenorhabditis elegans. Proc. Natl. Acad. Sci. 108, 17708-17713 (2011).
  95. Kumar, A., et al. Dual-view plane illumination microscopy for rapid and spatially isotropic imaging. Nat. Protoc. 9, 2555 (2014).
  96. McGorty, R., et al. Open-top selective plane illumination microscope for conventionally mounted specimens. Opt. Express. 23, 16142-16153 (2015).
  97. Amat, F., et al. Efficient processing and analysis of large-scale light-sheet microscopy data. Nat. Protoc. 10, 1679-1696 (2015).
  98. Shcherbakova, D. M., Verkhusha, V. V. Near-infrared fluorescent proteins for multicolor in vivo imaging. Nat. Methods. 10, 751-754 (2013).
  99. Supatto, W., McMahon, A., Fraser, S. E., Stathopoulos, A. Quantitative imaging of collective cell migration during Drosophila gastrulation: multiphoton microscopy and computational analysis. Nat. Protoc. 4, 1397-1412 (2009).
  100. Royer, L. A., et al. Adaptive light-sheet microscopy for long-term, high-resolution imaging in living organisms. Nat. Biotechnol. , (2016).
  101. Keller, P. J., et al. Fast, high-contrast imaging of animal development with scanned light sheet-based structured-illumination microscopy. Nat. Methods. 7, 637-642 (2010).
  102. Caroti, F., Urbansky, S., Wosch, M., Lemke, S. Germ line transformation and in vivo labeling of nuclei in Diptera: report on Megaselia abdita (Phoridae) and Chironomus riparius (Chironomidae). Dev. Genes Evol. 225, 179-186 (2015).
  103. Handler, A. M. Use of the piggyBac transposon for germ-line transformation of insects. Insect Biochem. Mol. Biol. 32, 1211-1220 (2002).
  104. Schulte, C., Theilenberg, E., Müller-Borg, M., Gempe, T., Beye, M. Highly efficient integration and expression of piggyBac-derived cassettes in the honeybee (Apis mellifera). Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 111, 9003-9008 (2014).
  105. Tamura, T., et al. Germline transformation of the silkworm Bombyx mori L. using a piggyBac transposon-derived vector. Nat. Biotechnol. 18, 81-84 (2000).
  106. Marcus, J. M., Ramos, D. M., Monteiro, A. Germline transformation of the butterfly Bicyclus anynana. Proc. R. Soc. B Biol. Sci. 271, 263-265 (2004).
  107. Catteruccia, F., et al. Stable germline transformation of the malaria mosquito Anopheles stephensi. Nature. 405, 959-962 (2000).
  108. Grossman, G. L., et al. Germline transformation of the malaria vector, Anopheles gambiae, with the piggyBac transposable element. Insect Mol. Biol. 10, 597-604 (2001).
  109. Labbé, G. M. C., Nimmo, D. D., Alphey, L. piggybac- and PhiC31-mediated genetic transformation of the Asian tiger mosquito Aedes albopictus (Skuse). PLoS Negl. Trop. Dis. 4, 788 (2010).
  110. Patel, N. H. It’s a bug’s life. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 97, 4442-4444 (2000).

Tags

Keywords: Light Sheet-based Fluorescence MicroscopyTribolium CastaneumEmbryo DevelopmentNoninvasive ObservationCell MigrationCell ProliferationAgarose ColumnAgarose HemisphereSample ChamberPhotobleachingPhototoxicity
check_url/it/55629?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citazione di questo articolo
Strobl, F., Klees, S., Stelzer, E. H. K. Light Sheet-based Fluorescence Microscopy of Living or Fixed and Stained Tribolium castaneum Embryos. J. Vis. Exp. (122), e55629, doi:10.3791/55629 (2017).
Scarica citazione
Ristampe e autorizzazioni

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image