Influenza-A Virus Studies in een muismodel van infectie
Summary
Influenza A virussen (IAVs) zijn belangrijke menselijke respiratoire pathogenen. Om te begrijpen van de pathogeniteit van IAVs en om de preklinische testen van nieuwe vaccin benaderingen, zijn diermodellen nabootsen menselijke fysiologie vereist. Hier beschrijven we technieken om IAV pathogenese, humorale reacties en vaccin werkzaamheid met behulp van een muismodel van infectie te evalueren.
Abstract
Influenza-virussen veroorzaken van meer dan 500.000 sterfgevallen wereldwijd1 en zijn jaarlijks een bedrag van 12-14 miljard USD in de Verenigde Staten overwegen alleen directe medische en kosten van de hospitalisatie en werk absenteïsme2gekoppeld. Dierlijke modellen zijn cruciaal in Influenza-A virus (IAV) studies om te evalueren van virale pathogenese, gastheer-pathogeen interacties, immuunrespons op, en de doeltreffendheid van de huidige en/of nieuwe vaccin benaderingen en antivirale middelen. Muizen zijn een voordelige kleine diermodel omdat hun immuun systeem is evolutionair vergelijkbaar met die gevonden in de mens, ze zijn verkrijgbaar van commerciële leveranciers als genetisch identieke onderwerpen, er zijn meerdere stammen die kunnen worden benut om de evalueren de genetische basis van infecties, en ze zijn relatief goedkoop en gemakkelijk te manipuleren. Om te recapituleren IAV infectie bij de mens via de luchtwegen, zijn muizen eerst verdoofd voordat intranasale inoculatie met besmettelijke IAVs onder goede bioveiligheid insluiting. Na infectie, wordt de pathogenese van IAVs bepaald door het dagelijks toezicht op de morbiditeit (verlies van het gewicht van lichaam) en sterftecijfer (overleving). Virale pathogenese kan daarnaast ook worden geëvalueerd door de beoordeling van de replicatie van het virus in de bovenste (nasale mucosa) of de lagere luchtwegen (longen) van geïnfecteerde muizen. Humorale reacties na IAV infectie kunnen snel worden geëvalueerd door de niet-invasieve bloeden en secundaire antistofdetectie tests gericht op het detecteren van de aanwezigheid van totaal of neutraliserende antilichamen. Hier beschrijven we de veelgebruikte methoden te infecteren muizen intranasaal (i.n) met IAV pathogenese, humorale immuunreacties en bescherming werkzaamheid en evalueren.
Introduction
IAVs zijn omhuld virussen in de tekenovergedragenorthomyxoviridae familie3ingedeeld. Ze bevatten acht single-stranded RNA-moleculen met negatieve polariteit uitzendt3. Bij de mens, IAVs in seizoensgebonden epidemieën en occasionele pandemieën van belangrijk gevolg veroorzaken wanneer roman virussen worden geïntroduceerd in de menselijke populatie4. Bovendien seizoensgebonden IAVs zijn sterk en snel verzonden tussen mensen produceren een verhoogde economische verlies wereldwijd elk jaar2,5. IAV symptomen zijn hoest, verstopte, koorts, malaise, hoofdpijn, anorexie en spierpijn, maar het virus kan ook een meer ernstige ziekte bij immuungecompromitteerde patiënten6produceren. In feite, berekent de World Health Organization (WHO) dat seizoensgebonden influenza-virussen 300.000-500.000 doden wereldwijd elk jaar1 veroorzaken. Er zijn slechts twee klassen van geneesmiddelen die momenteel goedgekeurd door de Food and Drug Administration (FDA) voor influenza profylaxe en behandeling bij de mens: (NA)-neuraminidaseremmers (bv, oseltamivir) en blockers van de M2 ionkanaal (b.v. amantadine); het ontstaan van resistente virus varianten is echter een toenemende bezorgdheid. Vaccinatie, blijft dus de beste medische optie te beschermen van mensen tegen IAVs infecties. Tot op heden heeft drie soorten griep vaccins in licentie gegeven door de FDA voor menselijk gebruik zijn beschikbaar: recombinante virale hemagglutinine (HA) eiwit vaccins, geïnactiveerd griepvaccins (IIV), en live-verzwakt griep vaccins (LAIV)5, 7. de drie vaccins zijn ontworpen voor het opwekken van adaptieve immuunrespons tegen de virale HA eiwit, het belangrijkste doel van de neutraliserende antilichamen tegen IAVs.
Een gevalideerde muismodel om te studeren IAV infectie in vivo
Dierlijke modellen zijn gebruikt om te studeren, o.a. IAV pathogenese8,9,10,11, virale factoren die aan de ziekte12 en/of virale transmissie13 bijdragen ,14, en voor het testen van de werkzaamheid van nieuwe vaccins of antiviral drugs9,10,15. Muizen (Mus musculus) zijn de meest intensief gebruikte diermodel voor IAV onderzoek om verschillende redenen: 1) het immuunsysteem is evolutionair vergelijkbaar met dat presenteren bij de mens; 2) low-cost, waaronder dierlijke aankoop, huisvesting en voortplanting; 3) kleine grootte om gemakkelijk te manipuleren en opslaan; 4) minimale host variabiliteit te verkrijgen van homogene reacties en resultaten; 5) een grote kennis van de biologie van de muizen, met inbegrip van genoom; 6) vele beschikbare moleculaire biologie en/of immunologie reagentia; 7) de beschikbare knock out (KO) muizen te bestuderen van de bijdrage van een bepaalde host eiwit op virale infectie; en 8) meerdere stammen van de muis die kunnen worden benut om het evalueren van de genetische basis van infecties.
Er zijn verschillende muis-stammen die momenteel beschikbaar zijn om te studeren IAV in vivo. Leeftijd, immuunstatus, geslacht, genetische achtergrond en muis stam evenals routes van de infectie, de dosis en de virale stammen alle beïnvloeden het resultaat van IAV infectie in muizen. De meest voorkomende stammen van de muis gebruikt in IAV onderzoek zijn C57BL/6, BALB/C en, meer recentelijk, DBA.2 muizen omdat ze meer vatbaar voor IAV ziekte dan de twee voormalige stammen16,17,18, 19 , 20. nog belangrijker is, de immuunrespons ook kunnen verschillen naargelang de muis stam18,19,20. Het is dus zeer belangrijk om te herstellen van alle beschikbare informatie over de muis en de IAV spanning te kiezen van de beste optie voor het experiment te worden uitgevoerd.
Hoewel de muis is een goede diermodel van infectie voor in vivo studies met IAV, hebben zij verschillende beperkingen, die moeten worden overwogen in de proefopzet. Bijvoorbeeld, is een belangrijke beperking van het gebruik van muizen voor in vivo studies dat IAVs niet onder muizen versturen. Dus, voor transmissie studies, meer geaccepteerd dierlijke modellen (bijvoorbeeld, fretten of cavia’s) zijn gebruikte16,17,21. Daarnaast zijn er enkele verschillen tussen de uitingen van IAV in muizen en mensen. In tegenstelling tot mensen ontwikkelen muizen geen koorts na IAV infectie; omgekeerd presenteren ze met onderkoeling16,17. Bij muizen, is IAV replicatie geconcentreerd in de lagere luchtwegen (longen) in plaats van de bovenste luchtwegen. IAV virulentie bij muizen is dus niet altijd gecorreleerd met dat bij de mens. Over het geheel genomen omdat de voordelen opwegen tegen de beperkte nadelen, vertegenwoordigt muis de eerste diermodel gebruikt griep virale pathogenese, de immunogeniciteit en de beschermende werkzaamheid in vaccin en antiviral studies te evalueren. Bovendien, het is niet ethisch verantwoord onderzoek te verrichten met IAV met behulp van grote dierlijke modellen zonder eerdere bewijzen in een kleine diermodel van IAV infectie. In dit manuscript, beschrijven we hoe muizen intranasaal infecteren (i.n.) met IAV, hoe het toezicht op de ernst en de vooruitgang van virale infectie en het uitvoeren van de proeven vereist ter evaluatie humorale immuunreacties en effectiviteit van de bescherming.
Protocol
Representative Results
Discussion
De muismodel van IAV wordt veel gebruikt voor in vivo onderzoek naar IAV pathogenese, immunogeniciteit en bescherming werkzaamheid. De kleine grootte van muizen maakt hen gemakkelijk te bewerken en op te slaan in vergelijking met andere dierlijke modellen zoals fretten of cavia’s. Bovendien, het gemak in termen van dier kosten, huisvesting en voortplanting mogelijk maken hun gebruik in pre-klinische vaccinatie tests waarin grote aantallen dieren nodig zijn. Met name omdat muizen hebben gebruikt meerdere onderzoe…
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Onderzoek naar het influenzavirus in LM-S laboratorium wordt gedeeltelijk gefinancierd door The New York Influenza Center of Excellence (NYICE), een lid van de NIAID Centers of Excellence voor Influenza onderzoek en toezicht (CEIRS). Wij danken Wendy Bates voor haar steun in de correcties van het manuscript.
Materials
| Madin-Darby Canine Kidney (MDCK) epithelial cells | ATCC | CCL-34 | |
| Six- to eight-week-old female C57BL/6 mice | National Cancer Institute (NCI) | 01XBE | |
| Turckey red blod cells | Biolink Inc | Store at 4°C | |
| Dulbecco’s modified Eagle’s medium (DMEM) | Corning Cellgro | 15-013-CV | Store at 4°C |
| Fetal Bovine Serum (FBS) | Seradigm | 1500-050 | Store at -20°C |
| Penicillin/Streptomycin/L-Glutamine (PSG) 100X | Corning | 30-009-CI | Store at -20°C |
| Penicillin/Streptomycin (PS) 100X | Corning | 30-00-CI | Store at -20°C |
| Bovin Albumin solution (BA) | Sigma-Aldrich | A7409 | Store at 4°C |
| Bovin Serum Albumin (BSA) | Sigma-Aldrich | A9647 | Store at 4°C |
| Tosylsulfonyl phenylalanyl chloromethyl ketone (TPCK)-treated trypsin | Sigma-Aldrich | T8802 | Store at -20°C |
| Neutral Buffered Formalin 10% | EMD | 65346-85 | Store at RT |
| Triton X-100 | J.T.Baker | X198-07 | Store at RT |
| Monoclonal Antibody anti-NP Influenza A Virus HB-65 | ATTC | H16-L10-4R5 | Store at -20°C |
| Polyclonal rabbit anti-mouse immunoglobulins/FITC | Dako | F0261 | Store at 4°C |
| ECL Anti-mouse IgG, Horseradish Peroxidase linked whole antibody | GE Healthcare | LNA931V/AG | Store at 4°C |
| TMB substrate set | BioLegend | 421101 | Store at 4°C |
| Vmax Kinetic plate reader | Molecular Devices | ||
| Dounce Tissue Grinders | Thomas Scientific | 7722-7 | |
| Receptor destroying enzyme, RDE (II) | Denka Seiken Co. | 370013 | Store at -20°C |
| Crystal Violet | Fisher Scienctific | C581-100 | Store at RT |
| 96-well Cell Culture Plate | Greiner Bio-one | 655-180 | |
| Cell Culture dishes 100mm | Greiner Bio-one | 664-160 | |
| Nunc MicroWell 96-Well Microplates | Thermo Fisher Scienctific | 269620 | |
| Nunc 96-Well Polystyrene Conical Bottom MicroWell Plates | Thermo Fisher Scienctific | 249570 | |
| Puralub Vet Ointment | Dechra | 9N-76855 | |
| Fluorescent microscope | Olympus | Olympus IX81 |
Riferimenti
- Girard, M. P., Cherian, T., Pervikov, Y., Kieny, M. P. A review of vaccine research and development: human acute respiratory infections. Vaccine. 23 (50), 5708-5724 (2005).
- Arnold, S., Monto, M. D. Epidemiology and Virology of Influenza Illness. Am J Manag Care. 6, 255-264 (2000).
- Palese, P., Shaw, M. L., Knipe, D. M., Howley, P. M., Griffin, D. E., Lamb, R. A., Martin, M. A. Orthomyxoviridae: The Viruses and Their Replication. Fields Virology. , (2007).
- Li, K. S., et al. Genesis of a highly pathogenic and potentially pandemic H5N1 influenza virus in eastern Asia. Nature. 430 (6996), 209-213 (2004).
- Nogales, A., Martinez-Sobrido, L. Reverse Genetics Approaches for the Development of Influenza Vaccines. Int J Mol Sci. 18 (20), (2017).
- Kunisaki, K. M., Janoff, E. N. Influenza in immunosuppressed populations: a review of infection frequency, morbidity, mortality, and vaccine responses. Lancet Infect Dis. 9 (8), 493-504 (2009).
- Belshe, R. B. Live attenuated versus inactivated influenza vaccine in infants and young children. N Engl J Med. 356 (7), 685-696 (2007).
- Cox, A., Baker, S. F., Nogales, A., Martinez-Sobrido, L., Dewhurst, S. Development of a mouse-adapted live attenuated influenza virus that permits in vivo analysis of enhancements to the safety of live attenuated influenza virus vaccine. J Virol. 89 (6), 3421-3426 (2015).
- Nogales, A., et al. Influenza A Virus Attenuation by Codon Deoptimization of the NS Gene for Vaccine Development. J Virol. 88 (18), 10525-10540 (2014).
- Nogales, A., DeDiego, M. L., Topham, D. J., Martinez-Sobrido, L. Rearrangement of Influenza Virus Spliced Segments for the Development of Live-Attenuated Vaccines. J Virol. 90 (14), 6291-6302 (2016).
- Nogales, A., Huang, K., Chauché, C., DeDiego, M. L., Murcia, P. R., Parrish, C. R., Martínez-Sobrido, L. Canine influenza viruses with modified NS1 proteins for the development of live-attenuated vaccines. Virology. 500 (2017), 1-10 (2016).
- Garcia-Sastre, A., et al. Influenza A virus lacking the NS1 gene replicates in interferon-deficient systems. Virology. 252 (2), 324-330 (1998).
- Lowen, A. C. Blocking interhost transmission of influenza virus by vaccination in the guinea pig model. J Virol. 83 (7), 2803-2818 (2009).
- Mubareka, S. Transmission of influenza virus via aerosols and fomites in the guinea pig model. J Infect Dis. 199 (6), 858-865 (2009).
- Nogales, A., Baker, S. F., Martinez-Sobrido, L. Replication-competent influenza A viruses expressing a red fluorescent protein. Virology. 476C, 206-216 (2014).
- Margine, I., Krammer, F. Animal Models for Influenza Viruses: Implications for Universal Vaccine Development. Pathogens. 3 (4), 845-874 (2014).
- Bouvier, N., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
- Pica, N., Iyer, A., Ramos, I., Bouvier, N. M., Fernandez-Sesma, A., García-Sastre, A., Lowen, A. C., Palese, P., Steel, J. The DBA.2 mouse is susceptible to disease following infection with a broad, but limited, range of influenza A and B viruses. J Virol. 85 (23), 12825-12829 (2011).
- Watanabe, H., Numata, K., Ito, T., Takagi, K., Matsukawa, A. Innate immune response in Th1- and Th2-dominant mouse strains. Shock. 22 (5), 460-466 (2004).
- Srivastava, B., Blazejewska, P., Hessmann, M., Bruder, D., Geffers, R., Mauel, S., Gruber, A. D., Schughart, K. Host genetic background strongly influences the response to influenza a virus infections. PLoS One. 4 (3), e4857 (2009).
- Lowen, A. C., Bouvier, N. M., Steel, J. Transmission in the Guinea Pig Model. Curr Top Microbiol Immunol. 385, 157-183 (2014).
- Schickli, J. H. Plasmid-only rescue of influenza A virus vaccine candidates. Philos Trans R Soc Lond B Biol Sci. 356 (1416), 1965-1973 (2001).
- Martinez-Sobrido, L., Garcia-Sastre, A. Generation of recombinant influenza virus from plasmid DNA. J Vis Exp. (42), (2010).
- National Research Council (U.S.) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals., Institute for Laboratory Animal Research (U.S.). . Guide for the care and use of laboratory animals. , (2011).
- Reed, L. J., Muench, H. A simple method of estimating fifty percent endpoints. The American Journal of Hygiene. 27 (3), 493-497 (1938).
- Golde, W. T., Gollobin, P., Rodriguez, L. L. A rapid, simple, and humane method for submandibular bleeding of mice using a lancet. Lab Animal. 34 (9), 39-43 (2005).
- Nogales, A. A temperature sensitive live-attenuated canine influenza virus H3N8 vaccine. J Virol. , (2016).
- Eisfeld, A. J., Neumann, G., Kawaoka, Y. Influenza A virus isolation, culture and identification. Nat Protoc. 9 (11), 2663-2681 (2014).
- Guo, H., Baker, S. F., Martinez-Sobrido, L., Topham, D. J. Induction of CD8 T cell heterologous protection by a single dose of single-cycle infectious influenza virus. J Virol. 88, 12006-12016 (2014).
- He, W., Mullarkey, C. E., Miller, M. S. Measuring the neutralization potency of influenza A virus hemagglutinin stalk/stem-binding antibodies in polyclonal preparations by microneutralization assay. Methods. , (2015).
- Gulati, U. Antibody epitopes on the neuraminidase of a recent H3N2 influenza virus (A/Memphis/31/98). J Virol. 76 (23), 12274-12280 (2002).
- Beare, A. S., Webster, R. G. Replication of avian influenza viruses in humans. Arch Virol. 119, 37-42 (1991).
- Rowe, T. Detection of antibody to avian influenza A (H5N1) virus in human serum by using a combination of serologic assays. J Clin Microbiol. 37 (4), 937-943 (1999).
- Stephenson, I., Wood, J. M., Nicholson, K. G., Zambon, M. C. Sialic acid receptor specificity on erythrocytes affects detection of antibody to avian influenza haemagglutinin. J Med Virol. 70 (3), 391-398 (2003).
