I Vivo Elektrofysiologiske måling av rotte Ulnar Nerve med Axonal Excitability Testing
Summary
Axonal excitability teknikker gir et kraftig verktøy for å undersøke patofysiologi og Biofysiske endringer som kommer foran irreversibel degenerative hendelser. Dette manuskriptet demonstrerer bruken av disse teknikkene på ulnar nerve bedøvet rotter.
Abstract
Elektrofysiologi kan objektivt bedømme perifere nerve funksjon i vivo. Tradisjonelle nerve ledning måler som amplitude og ventetid oppdage kronisk axon tap og demyelinisering, henholdsvis. Axonal excitability teknikker “av terskelen sporing” utvide tiltakene ved å gi informasjon om aktiviteten av ionekanaler, pumper og vekslere som gjelder akutt funksjon og kan foran degenerative hendelser. Slik kan bruk av axonal excitability i dyremodeller nevrologiske lidelser gi et nyttig i vivo mål å vurdere romanen terapeutisk intervensjon. Her beskriver vi en eksperimentelle oppsett for flere tiltak av motor axonal excitability teknikker i rotte ulnar nerve.
Dyrene er anesthetized med isoflurane og nøye overvåket for å sikre konstant og tilstrekkelig dybde av anestesi. Kroppstemperatur, pustefrekvens, hjertefrekvens og metning av oksygen i blodet overvåkes kontinuerlig. Axonal excitability studier utføres ved hjelp av PCI stimulering av ulnar nerve og opptak fra hypothenar musklene i forlemen labben. Med riktig elektrodeplassering registreres et klart sammensatte muskel handling potensial som øker i amplitude med økende stimulans intensitet. Et automatisert program er så benyttet for å levere en rekke elektriske pulser som genererer 5 bestemt excitability tiltak i følgende rekkefølge: stimulans svar atferd, styrke varigheten tidskonstant, terskelen electrotonus, gjeldende-terskel forhold og utvinning syklus.
Dataene som presenteres her viser at tiltakene er repeterbare og vise likheten mellom venstre og høyre ulnar nerver når vurdert på samme dag. En begrensning av disse teknikkene i denne innstillingen er effekten av dose og tid under narkose. Nøye overvåking og opptak av disse variablene bør foretas for vurdering på tidspunktet for analyse.
Introduction
Bruk av elektrofysiologiske teknikker er et viktig verktøy for i vivo etterforskningen av eksterne nerve funksjon i nevrologiske lidelser. Konvensjonelle nerve ledning metoder benytter supramaximal stimuli registrere motor handling potensial amplitude og ventetid. Disse teknikkene derfor gi nyttig informasjon på antall gjennomføre fiber og ledning hastigheten av raskeste fibrene. Et verdifullt supplerende verktøy er axonal excitability testing. Denne teknikken bruker sofistikerte elektrofysiologiske stimulering mønstre for å vurdere indirekte Biofysiske egenskapene til eksterne nerver, som ionekanaler, energi avhengig av pumper, ionebytte prosesser og membran potensial 1.
Axonal excitability testing er vanligvis brukt i klinisk setting å undersøke patofysiologiske prosesser og effekten av terapeutisk intervensjon på ulike nevrologiske lidelser. Viktigere, axonal excitability tiltak er følsomme for terapeutisk intervensjon som påvirker perifere nerve funksjon som intravenøs immunglobulin (IVIg) terapi2, kjemoterapi3 og calcineurin hemmer (CNI) behandling 4. selv om disse studiene har gitt viktige innsikter, kliniske studier ofte utelukke tidlig sykdom trekk og romanen behandlingsalternativer5. Derfor har bruk av disse metodene i dyremodeller nevrologiske lidelser nylig fått trekkraft6,7,8,9. Faktisk gir disse metodene en mulighet til å forstå de spesifikke nerve excitability endringene forbundet med disse lidelsene, dermed fremme translasjonsforskning.
Fremgangsmåten som er beskrevet her er en enkel og pålitelig metode for å registrere axonal excitability tiltak på ulnar nerver av intakt rotte.
Protocol
Representative Results
Discussion
Beskrevet prosedyren demonstrerer en enkel og pålitelig, minimal-invasiv teknikk som lar vurdering av Biofysiske egenskapene og membran potensialet i axon i en kort periode. Sammenlignet med andre mer invasiv teknikker, som krever eksponering av nerve, metoden finnes axonal excitability testing induserer minimal vevsskade dermed muliggjør i vivo vurdering som bevarer de fysiologiske forholdene av den nerve rundt og gjentatte målinger.
For å sikre er konsekvent resultater det noen …
Divulgazioni
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Prosjektet ble støttet av Lundbeck Foundation, Novo Nordisk grunnlaget, den danske Medical Research Council, Ludvig og Sara Elsass Foundation, grunnlaget for forskning i Nevrologi og Jytte og Kaj Dahlboms Foundation. Grunnleggeren er støttet av en tidlig karriere Post-Doctoral Fellowship av National Health and Medical Research Council of Australia (#1091006)
Materials
| QTracS Program | Digitimer Ltd. | Axonal excitability program | |
| AM-Systems 2200, Analog Stimulus Isolator, 2200V/50Hz | SDR Scientific | 850005 | Stimulator |
| High Performance AC Amplifier Model LP511 | Grass Technologies | Amplifier | |
| Humbug 50/60Hz Noise eliminator | Quest Scientific Instruments | 726310 | Noise eliminator |
| Low Impedance Platinum Monopolar Subdermal Needle Electrodes | Grass Technologies | F-E2-24 | Recording electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Low Impedance Platinum Electroencephalography Needle Electrodes | Cephalon | 9013L0702 | Stimulating electrodes, 10 mm length, 30 gauge |
| Multifunction I/O Device Model USB-6341 | National Instruments | Multifunction input/output device | |
| Iron Base Plate IP | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Rotating X-block X-4 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Magnetic Stand GJ-8 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place | |
| Micromanipulator M-3333 | Narishige Scientific Instrument Laboratory | Used for holding stimulating needle electrode in place |
Riferimenti
- Krishnan, A. V., Lin, C. S. -. Y., Park, S. B., Kiernan, M. C. Axonal ion channels from bench to bedside: a translational neuroscience perspective. Prog neurobiol. 89 (3), 288-313 (2009).
- Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Park, S. B., Kiernan, M. C. Modulatory effects on axonal function after intravenous immunoglobulin therapy in chronic inflammatory demyelinating polyneuropathy. Arch neurol. 68 (7), 862-869 (2011).
- Park, S. B., Goldstein, D., Lin, C. S. -. Y., Krishnan, A. V., Friedlander, M. L., Kiernan, M. C. Acute abnormalities of sensory nerve function associated with oxaliplatin-induced neurotoxicity. J. Clin. Oncol. 27 (8), 1243-1249 (2009).
- Arnold, R., Pussell, B. A., Pianta, T. J., Lin, C. S. -. Y., Kiernan, M. C., Krishnan, A. V. Association between calcineurin inhibitor treatment and peripheral nerve dysfunction in renal transplant recipients. Am. J. Transplant. 13 (9), 2426-2432 (2013).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of motor axons in the maturing mouse. J. Peripher. Nerv. Syst. 14 (1), 45-53 (2009).
- Boërio, D., Kalmar, B., Greensmith, L., Bostock, H. Excitability properties of mouse motor axons in the mutant SOD1(G93A) model of amyotrophic lateral sclerosis. Muscle & Nerve. 41 (6), 774-784 (2010).
- Alvarez, S., Calin, A., Graffmo, K. S., Moldovan, M., Krarup, C. Peripheral motor axons of SOD1(G127X) mutant mice are susceptible to activity-dependent degeneration. Neurosci. 241, 239-249 (2013).
- Fledrich, R., et al. Soluble neuregulin-1 modulates disease pathogenesis in rodent models of Charcot-Marie-Tooth disease 1A. Nat. Med. 20 (9), 1055-1061 (2014).
- Vianello, S., et al. Low doses of arginine butyrate derivatives improve dystrophic phenotype and restore membrane integrity in DMD models. FASEB J. 28 (6), 2603-2619 (2014).
- Osaki, Y., et al. Effects of anesthetic agents on in vivo axonal HCN current in normal mice. Clin Neurophysiol. 126 (10), 2033-2039 (2015).
- Biessels, G. J., et al. Phenotyping animal models of diabetic neuropathy: a consensus statement of the diabetic neuropathy study group of the EASD (Neurodiab). J. Peripher. Nerv. Syst. 19 (2), 77-87 (2014).
- Boërio, D., Greensmith, L., Bostock, H. A model of mouse motor nerve excitability and the effects of polarizing currents. J. Peripher. Nerv. Syst. 16 (4), 322-333 (2011).
- Arnold, R., Moldovan, M., Rosberg, M. R., Krishnan, A. V., Morris, R., Krarup, C. Nerve excitability in the rat forelimb: a technique to improve translational utility. J. Neurosci. Methods. 275, 19-24 (2017).
- Moldovan, M., Alvarez, S., Krarup, C. Motor axon excitability during Wallerian degeneration. Brain. 132 (Pt 2), 511-523 (2009).
- Madison, R. D., Robinson, G. A., Krarup, C., Moldovan, M., Li, Q., Wilson, W. A. In vitro electrophoresis and in vivo electrophysiology of peripheral nerve using DC field stimulation. J. Neurosci. Methods. 225, 90-96 (2014).
- Moldovan, M., Krarup, C. Evaluation of Na+/K+ pump function following repetitive activity in mouse peripheral nerve. J. Neurosci. Methods. 155 (2), 161-171 (2006).
