Summary

Evaluering av stilk cellen terapi i bilaterale patellarsenen skade modell i rotter

Published: March 30, 2018
doi:

Summary

Dette dokumentet beskriver forberedelse og evaluering av navlestreng matrix-avledet mesenchymal stamceller spheroids med bilaterale patellarsenen feil modell i rotte. Denne modellen ble var assosiert med en akseptabel sykelighet funnet for å oppdage forskjeller mellom ubehandlede og behandlet sener og mellom to behandlinger testet.

Abstract

Regenerativ medisin skaffer romanen alternativer til forhold som utfordrer tradisjonell behandlinger. Utbredelse og sykelighet av tendinopathy over arter, har kombinert med begrenset helbredende egenskapene til dette vev, bedt om søk etter mobilnettet terapier og drevet utviklingen av eksperimentelle modeller å studere deres effekt. Navlestreng matrix-avledet mesenchymal stamceller (UCM-MSC) er tiltalende kandidater fordi de er rikelig, lett å samle, omgå Etiske bekymringene og risikoen for teratoma dannelse, men ligner primitive embryonale stamceller nærmere enn voksen vev-avledet MSCs. betydelig interesse har fokusert på chitosan som en strategi for å forbedre egenskapene til MSCs gjennom formet formasjon. Dette papiret detaljer teknikker å isolere UCM-MSCs, forberede spheroids på chitosan film, og analysere effekten av formet formasjon på overflaten markør uttrykk. Derfor er etableringen av bilaterale patellarsenen skade modell i rotter beskrevet for i vivo implantasjon av UCM-MSC spheroids dannet på chitosan film. Nei komplikasjon ble observert i studien forhold til sykelighet, stress stigende effekter eller vev infeksjon. Total funksjonelle score på styres rotter i 7 dager var lavere enn vanlig rotter, men tilbake til det normale innen 28 dager etter operasjonen. Histologiske scorene til vev-healing bekreftet tilstedeværelse av en blodpropp i behandlede defekter evalueres på 7 dager, fravær av fremmedlegemer reaksjon, og avansere helbredende på 28 dager. Denne bilaterale patella sene defekt modellen var styrer Inter individuell variasjon via etableringen av en intern kontroll i hver rotten forbundet med akseptabel sykelighet og tillatt påvisning av forskjellene mellom ubehandlet sener og behandlinger.

Introduction

Gjete skaden er en av de vanligste årsakene til betydelig smerte og muskelen atrofi over arter1. I veterinærmedisin er sene og ligament skader av spesiell interesse for hester, 82% av alle skader i hester involverer bevegelsesapparatet, og 46% av dem påvirke tendons og leddbånd2,3. Arrvev formasjon påvirker egenskapene biomekaniske helbredet sener og forklarer bevoktet prognosen for retur til atletisk bruk etter bøyer sene skader; Re-skader oppstår innen 2 år i opp til 67% av hestene behandlet konservativt4. Regenerativ medisin skaffer romanen alternativer til en tilstand som utfordrer tradisjonell behandlinger. Autologous stilk cellen terapi har produsert noen oppmuntrende resultater5,6 , men er begrenset av sykelighet forbundet med vev samling, forsinket administrasjon på grunn av behandling/omprogrammere celler og påvirkning av den pasientens helsetilstand (for eksempel alder) på egenskapene til stilk celler7,8. Disse begrensningene gir en begrunnelse for å undersøke allogene stamceller som en sokkel alternativ. Fosterets H59-avledet celler er tiltalende kandidater fordi de omgå Etiske bekymringene og risikoen for teratoma dannelse tilknyttet embryonale stamceller. Blant fosterets H59 er navlestreng matrix (UCM), også kalt Whartons gelé, rikelig og enkelt å samle.

Uavhengig celle kilden er styrke stemness viktig å etablere en cellen bank allogenic regenerativ medisin. Fra et funksjonelt synspunkt, kan stemness defineres som potensialet for selvtillit fornyelse og flere avstamning differensiering9. Bevis på stemness bruker spredning og differensiering analyser, sammen med uttrykk av genet markører Oct4, Sox2, og Nanog9. En strategi for å forbedre stemness, avhengig av bruk av biologisk materiale som ugyldige fyllstoff og bærere styrke spredning og differensiering av UCM-MSCs. Dette eliminerer angående manipulering av transcriptional faktorer å omprogrammere modne celler i indusert pluripotent celler. Biologisk materiale betraktet som potensielle stativer for stamceller, er chitosan tiltalende for biocompatibility og nedbrytbarhet10. Denne naturlige aminopolysaccharide er dannet av alkaliske deacetylation av chitin, det nest mest rikelig naturlig polysakkaridet, hovedsakelig fikk som en subproduct av skalldyr10. Vi har tidligere undersøkt interaksjoner mellom MSCs og chitosan stillaser og observert dannelsen av spheroids11,12,13,14,15, 16. vi også rapportert om overlegenhet chondrogenesis på chitosan matriser12,13,14,15,16,17, 18. Flere nylig, to uavhengige studier beskrevet spheroids dannelsen av fettvev og morkaken vev avledet MSCs kultivert på en chitosan filmen19,20. Denne dannelsen av spheroids ikke bare forbedret stemness, men også forbedret oppbevaring av stamceller etter i vivo implantasjon20.

Utbredelse og sykelighet av tendinopathy over arter har bedt om utvikling av eksperimentelle modeller å studere i Patofysiologien ved tendinopathies og teste nye behandlingsformer som stem cell injeksjoner. I hester er collagenase-indusert senebetennelse en felles modell å demonstrere effekt ved hjelp av MSCs i sene reparasjon21. Relevansen av denne tilnærmingen er begrenset, injeksjoner forårsake akutt inflammatoriske endringer, mens klinisk tendinopathies vanligvis resultat av kronisk overstrain22,23. I tillegg kjemiske induksjon av sene sykdom induserer en healing respons og replikerer ikke svekket helbredelsesprosessen i kliniske tilfeller22,23. Eksisjon av et segment i overfladisk digital bøyer senen har blitt beskrevet som en kirurgisk modell av senebetennelse i hester24. Nylig ble en minimal invasiv tilnærming brukt til å begrense det traumatic skaden til den sentrale kjernen av overfladiske digital bøyer sene25. Kirurgisk modeller ikke etterligne tretthet mekanismen som kan føre til naturlige sene sykdom, og pleier å mangler reproduserbarhet i omfanget av skaden opprettet25. Uansett modell, sykelighet og kostnader knyttet til equine modeller av sene er sykdommer flere begrensninger, som rettferdiggjør interesse gnager modeller som et første skritt i vivo evaluering av romanen terapi.

En av de viktigste fordelene med eksperimentelle modeller i gnagere består av kostnadene og muligheten til å kontrollere Inter-individuelle variasjon. Gnagere kan være standardisert med hensyn til ulike fysiologiske faktorer på grunn av deres raske vekst priser og korte relativt levetid, begrenser kilder til variasjon og derfor redusere antall dyr kreves for å gjenkjenne forskjellene. Strategier for å indusere sene sykdommer i Red har stolt på kjemiske induksjon, men også på kirurgisk etableringen av delvis sene defekter21. Kirurgisk modellene kan simulere naturlig tendinopathies bedre enn kjemiske modeller, men kan føre til høyere sykelighet og katastrofal svikt i skadet senen. I den forbindelse synes rotter bedre kandidater enn mus for disse modellene, som deres størrelse gjør etableringen av større feil, og dermed evaluere vev helbredelse. Sprague-Dawley rotter har blitt brukt i eksperimentelle studier av tendinopathies i fire store sene grupper: rotatorcuff, bøyer, Akilles og patellar sener26. Blant disse er modellene som involverer patellar senen spesielt attraktivt på grunn av større størrelsen på dette sene og enkel tilgang til den27. Patellarsenen festes quadriceps muskel til tibial tuberosity. I denne extensor mekanismen er patella en sesamoid bein som leder av quadriceps og delineates proksimale omfanget av patellar senen. Tilstedeværelsen av benete ankere på proksimale og distale omfanget av patellar senen forenkler biomekaniske tester. Modeller som involverer patellar senen vanligvis stole på ensidige kirurgisk feil, med en kontralateral intakt sene som en kontroll28,29. Den vanligste patellarsenen defekt modellen innebærer excising den sentrale delen (1 mm i bredde) av patellarsenen fra den distale toppen av patella for innsetting av tibial tuberosity, mens den kontralateral patellarsenen er intakt. Tiltak av resultatene har inkludert histology, ikke-destruktiv biomekaniske testing eller biomekaniske testing til svikt, ultralyd imaging, ex vivo fluorescens bildebehandling, brutto observasjon og funksjonelle tester28,30 ,31. Ensidig modeller tillater ikke sammenligning av en foreslått behandling med konservative ledelse av en lignende skader samme dyret. Tilsvarende krever sammenligning mellom flere behandlinger separate dyr. En bilaterale modell ville eliminere Inter enkeltvarianter og redusere antall dyr kreves for en studie32. Men bilaterale skader kan øke sykelighet og bilaterale klagesang kunne vanskeliggjøre behandling evaluering. Noen studier rapporterer kort bruk av bilaterale patellarsenen feil i rotter men fokus på effekten av behandlinger i stedet for peri-operative ledelse og sykelighet av modell33,34.

Denne studien langsiktige målet er å utvikle en strategi for å forbedre stemness og i vivo overlevelse av UCM-MSCs skal allogenic transplantasjon. For å oppnå dette målet, har vi nylig rapportert forbedret stemness av UCM-MSCs ved dannelsen av spheroids på chitosan film og inkubasjon under hypoxic miljø35. Disse i vitro egenskapene var assosiert med bedre biomekaniske egenskaper patellarsenen feil behandlet med betinget UCM-MSCs. basert på disse resultatene, rotte bilaterale patellarsenen feil modell synes egnet til å teste kandidat behandlinger for sene skader36. Formålet med studien rapporterte her er å gi detaljert protokoller for isolering og karakterisering av UCM-MSCs, utarbeidelse av en biologisk leveringssystem for stamceller, opprettelse og behandling av bilaterale patella sene feil og post-operativ utvinning og evaluering av vev helbredelse inne feil.

Protocol

Alle metodene som er beskrevet her er godkjent av institusjonelle Animal Care og bruk Committee (IACUC) av Western University of Health Sciences. 1. isolering og utvidelse av MSCs i Equine navlestreng matrisen Få morkaken fra en voksen mare (gravid) når observert foaling og tas aseptisk isolere navlestrengen fra morkaken. Hold navlestrengen i fosfat bufret saltvann (PBS) med 1% penicillin-streptomycin (P/S) på 4 ° C under overføring til behandling. Vask navlestrengen t…

Representative Results

I denne studien, er resultatene presentert som betyr ± SD (standardavvik). Cellene ble isolert fra navle snorer av 6 mares, og andelen isolert cellelinjer uttrykke hver celle overflaten indikator under standard eller chitosan condition ble sammenlignet med en Friedman test, som en ikke-parametriske variansanalyse med gjentatt tiltak. For oppretting av sene feil modell 8 rotter brukes av 7 dager etter operasjonen vurdering og 12 rotter ble brukt til 28 dager vurdering. Resultatene av funk…

Discussion

Equine celler ble valgt for dette prosjektet fordi vi til slutt skal teste kandidat tilnærminger i forvaltningen av naturlige tendinopathies i hester. Sene skader i hester er faktisk tiltalende som naturlig modeller av tendinopathy mann gitt biologiske likhet mellom equine overfladisk digital bøyer og akillessene i mennesker41. Cellen overflate markører CD44, CD90, CD105, CD34 og MHC-II ble valgt for immunophenotyping av celler, i samsvar med kriteriene anbefalt av internasjonale samfunnet for …

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Forfatterne ønsker å erkjenne Dr. Su, PhD, for hennes statistisk analyse av dataene. Forfatterne også takke Dr. McClure, DVM, PhD DACLAM, for hennes råd om anestesi og smerte behandling protokoller brukes i studien. Dette prosjektet ble støttet av tilskudd fra Western University of Health Sciences Office Vice President for forskning (12678v) og USDA delen 1433 midler (2090).

Materials

PBS 10X Hyclone SH30258.01 Consumable
Collagenase type IA Worthington LS004197 Consumable
DMEM low glucose Hyclone SH30021.FS Consumable
Fetal Bovine Serum Hyclone SH30910.03 Consumable
Penicillin/Streptomycin 100X Hyclone SV30010 Consumable
Trypsin 0.25% Hyclone SH30042.01 Consumable
Accutase Innovative Cell Technologies AT104 Consumable
Trypan blue Hyclone SV30084.01 Consumable
Dimethyl Sulfoxide Sigma D2650 Consumable
Chitosan Sigma C3646 Consumable
Sodium Hydroxide Sigma S8045 Consumable
Bovine Serum Albumin Hyclone SH30574.01 Consumable
Round bottom polystyrene tube Corning 149591A Consumable
Mouse anti-horse CD44 (FITC) AbD serotec MCA1082F Consumable
Mouse anti-rat CD90 (FITC) AbD serotec MCA47FT Consumable
Mouse anti-horse MHC-II (FITC) AbD serotec MCA1085F Consumable
Mouse IgG1 (FITC) – Isotype Control AbD serotec MCA928F Consumable
Mouse monoclonal [SN6] to CD105 (FITC) abcam ab11415 Consumable
Mouse IgG1 (FITC) – Isotype Control abcam ab91356 Consumable
Mouse anti-human CD34 (FITC) BD BDB560942 Consumable
Mouse IdG1 kappa (FITC) BD BDB555748 Consumable
7-AAD BD BDB559925 Consumable
BD Accuri C6 Flow Cytometer BD Equipment
Vacutainer 5ml Med Vet International RED5.0 Consumable
Acid-citrate-dextrose Sigma C3821 Consumable
Calcium Chloride Sigma C5670 Consumable
Sevoflurane JD Medical 60307-320-25 Consumable
Rats Charles River Strain code: 400 Experimental animal
Rat surgical kit Harvard apparatus 728942 Equipment
Surgical Blade #15 MEDLINE MDS15115 Consumable
Rat MD's Baytril (2 mg/Tablet),
Rimadyl (2 mg/Tablet)
Bio Serv F06801 Consumable
Polyglactin 910, 5-0 Ethicon J436G Consumable
Eosin alchol shandon Thermo scientific 6766007 Consumable
Harris Hematoxylin Thermo scientific 143907 Consumable

Riferimenti

  1. Rossdale, P. D., Hopes, R., Digby, N. J., offord, K. Epidemiological study of wastage among racehorses 1982 and 1983. Vet Rec. 116 (3), 66-69 (1982).
  2. Black, D. A., Tucci, M., Puckett, A., Lawyer, T., Benghuzzi, H. Strength of a new method of achilles tendon repair in the rat – biomed 2011. Biomed Sci Instrum. 47, 112-117 (2011).
  3. Lake, S. P., Ansorge, H. L., Soslowsky, L. J. Animal models of tendinopathy. Disabil Rehabil. 30 (20-22), 1530-1541 (2008).
  4. Frank, C. B. Ligament structure, physiology and function. J Musculoskelet Neuronal Interact. 4 (2), 199-201 (2004).
  5. Godwin, E. E., Young, N. J., Dudhia, J., Beamish, I. C., Smith, R. K. Implantation of bone marrow-derived mesenchymal stem cells demonstrates improved outcome in horses with overstrain injury of the superficial digital flexor tendon. Equine Vet J. 44 (1), 25-32 (2012).
  6. Smith, R. K., et al. Beneficial effects of autologous bone marrow-derived mesenchymal stem cells in naturally occurring tendinopathy. PLoS One. 8 (9), e75697 (2013).
  7. Fossett, E., Khan, W. S., Longo, U. G., Smitham, P. J. Effect of age and gender on cell proliferation and cell surface characterization of synovial fat pad derived mesenchymal stem cells. J Orthop Res. 30 (7), 1013-1018 (2012).
  8. Zaim, M., Karaman, S., Cetin, G., Isik, S. Donor age and long-term culture affect differentiation and proliferation of human bone marrow mesenchymal stem cells. Ann Hematol. 91 (8), 1175-1186 (2012).
  9. Leychkis, Y., Munzer, S. R., Richardson, J. L. What is stemness?. Stud Hist Philos Biol Biomed Sci. 40 (4), 312-320 (2009).
  10. VandeVord, P. J., et al. Evaluation of the biocompatibility of a chitosan scaffold in mice. J Biomed Mater Res. 59 (3), 585-590 (2002).
  11. Griffon, D. J., Abulencia, J. P., Ragetly, G. R., Fredericks, L. P., Chaieb, S. A comparative study of seeding techniques and three-dimensional matrices for mesenchymal cell attachment. J Tissue Eng Regen Med. 5 (3), 169-179 (2011).
  12. Schwartz, Z., Griffon, D. J., Fredericks, L. P., Lee, H. B., Weng, H. Y. Hyaluronic acid and chondrogenesis of murine bone marrow mesenchymal stem cells in chitosan sponges. Am J Vet Res. 72 (1), 42-50 (2011).
  13. Ragetly, G., Griffon, D. J., Chung, Y. S. The effect of type II collagen coating of chitosan fibrous scaffolds on mesenchymal stem cell adhesion and chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (10), 3988-3997 (2010).
  14. Ragetly, G. R., Griffon, D. J., Lee, H. B., Chung, Y. S. Effect of collagen II coating on mesenchymal stem cell adhesion on chitosan and on reacetylated chitosan fibrous scaffolds. J Mater Sci Mater Med. 21 (8), 2479-2490 (2010).
  15. Ragetly, G. R., et al. Effect of chitosan scaffold microstructure on mesenchymal stem cell chondrogenesis. Acta Biomater. 6 (4), 1430-1436 (2010).
  16. Ragetly, G. R., Slavik, G. J., Cunningham, B. T., Schaeffer, D. J., Griffon, D. J. Cartilage tissue engineering on fibrous chitosan scaffolds produced by a replica molding technique. J Biomed Mater Res A. 93 (1), 46-55 (2010).
  17. Slavik, G. J., Ragetly, G., Ganesh, N., Griffon, D. J., Cunningham, B. T. A replica molding technique for producing fibrous chitosan scaffolds for cartilage engineering. Journal of Materials Chemistry. 17 (38), 4095-4101 (2007).
  18. Griffon, D. J., Sedighi, M. R., Schaeffer, D. V., Eurell, J. A., Johnson, A. L. Chitosan scaffolds: interconnective pore size and cartilage engineering. Acta Biomater. 2 (3), 313-320 (2006).
  19. Huang, G. S., Dai, L. G., Yen, B. L., Hsu, S. H. Spheroid formation of mesenchymal stem cells on chitosan and chitosan-hyaluronan membranes. Biomaterials. 32 (29), 6929-6945 (2011).
  20. Cheng, N. C., Wang, S., Young, T. H. The influence of spheroid formation of human adipose-derived stem cells on chitosan films on stemness and differentiation capabilities. Biomaterials. 33 (6), 1748-1758 (2012).
  21. Webster, R. A., Blaber, S. P., Herbert, B. R., Wilkins, M. R., Vesey, G. The role of mesenchymal stem cells in veterinary therapeutics – a review. N Z Vet J. 60 (5), 265-272 (2012).
  22. Khan, M. H., Li, Z., Wang, J. H. Repeated exposure of tendon to prostaglandin-E2 leads to localized tendon degeneration. Clin J Sport Med. 15 (1), 27-33 (2005).
  23. Sullo, A., Maffulli, N., Capasso, G., Testa, V. The effects of prolonged peritendinous administration of PGE1 to the rat Achilles tendon: a possible animal model of chronic Achilles tendinopathy. J Orthop Sci. 6 (4), 349-357 (2001).
  24. van Schie, H. T., et al. Monitoring of the repair process of surgically created lesions in equine superficial digital flexor tendons by use of computerized ultrasonography. Am J Vet Res. 70 (1), 37-48 (2009).
  25. Schramme, M., Kerekes, Z., Hunter, S., Labens, R. Mr imaging features of surgically induced core lesions in the equine superficial digital flexor tendon. Vet Radiol Ultrasound. 51 (3), 280-287 (2010).
  26. Hast, M. W., Zuskov, A., Soslowsky, L. J. The role of animal models in tendon research. Bone Joint Res. 3 (6), 193-202 (2014).
  27. Warden, S. J. Animal models for the study of tendinopathy. Br J Sports Med. 41 (4), 232-240 (2007).
  28. Murrell, G. A., et al. Achilles tendon injuries: a comparison of surgical repair versus no repair in a rat model. Foot Ankle. 14 (7), 400-406 (1993).
  29. Ozer, H., et al. Effect of glucosamine chondroitine sulphate on repaired tenotomized rat Achilles tendons. Eklem Hastalik Cerrahisi. 22 (2), 100-106 (2011).
  30. Chan, B. P., Fu, S. C., Qin, L., Rolf, C., Chan, K. M. Pyridinoline in relation to ultimate stress of the patellar tendon during healing: an animal study. J Orthop Res. 16 (5), 597-603 (1998).
  31. Ni, M., et al. Tendon-derived stem cells (TDSCs) promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. J Orthop Res. 30 (4), 613-619 (2012).
  32. Orth, P., Zurakowski, D., Alini, M., Cucchiarini, M., Madry, H. Reduction of sample size requirements by bilateral versus unilateral research designs in animal models for cartilage tissue engineering. Tissue Eng Part C Methods. 19 (11), 885-891 (2013).
  33. Kajikawa, Y., et al. Platelet-rich plasma enhances the initial mobilization of circulation-derived cells for tendon healing. J Cell Physiol. 215 (3), 837-845 (2008).
  34. Xu, W., et al. Human iPSC-derived neural crest stem cells promote tendon repair in a rat patellar tendon window defect model. Tissue Eng Part A. 19 (21-22), 2439-2451 (2013).
  35. Taguchi, T., et al. Influence of hypoxia on the stemness of umbilical cord matrix-derived mesenchymal stem cells cultured on chitosan films. J Biomed Mat Res B: Appl Biomat. , (2017).
  36. Griffon, D. J., et al. Effects of Hypoxia and Chitosan on Equine Umbilical Cord-Derived Mesenchymal Stem Cells. Stem Cells Int. , 2987140 (2016).
  37. Roughan, J. V., Flecknell, P. A. Evaluation of a short duration behaviour-based post-operative pain scoring system in rats. Eur J Pain. 7 (5), 397-406 (2003).
  38. Sotocinal, S. G., et al. The Rat Grimace Scale: a partially automated method for quantifying pain in the laboratory rat via facial expressions. Mol Pain. 7, 55 (2011).
  39. Rosenbaum, A. J., et al. Histologic stages of healing correlate with restoration of tensile strength in a model of experimental tendon repair. HSS J. 6 (2), 164-170 (2010).
  40. Vidal, M. A., Walker, N. J., Napoli, E., Borjesson, D. L. Evaluation of senescence in mesenchymal stem cells isolated from equine bone marrow, adipose tissue, and umbilical cord tissue. Stem cells and development. 21 (2), 273-283 (2011).
  41. Patterson-Kane, J., Becker, D., Rich, T. The pathogenesis of tendon microdamage in athletes: the horse as a natural model for basic cellular research. J Compar Pathol. 147 (2), 227-247 (2012).
  42. Dominici, M., et al. Minimal criteria for defining multipotent mesenchymal stromal cells. Cytotherapy. 8 (4), 315-317 (2006).
  43. Bartosh, T. J., et al. Aggregation of human mesenchymal stromal cells (MSCs) into 3D spheroids enhances their antiinflammatory properties. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (31), 13724-13729 (2010).
  44. Zhang, K., Yan, S., Li, G., Cui, L., Yin, J. In-situ birth of MSCs multicellular spheroids in poly(L-glutamic acid)/chitosan scaffold for hyaline-like cartilage regeneration. Biomaterials. 71, 24-34 (2015).
  45. Montanez-Sauri, S. I., Beebe, D. J., Sung, K. E. Microscale screening systems for 3D cellular microenvironments: platforms, advances, and challenges. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 72 (2), 237-249 (2015).
  46. Butler, D. L., et al. The use of mesenchymal stem cells in collagen-based scaffolds for tissue-engineered repair of tendons. Nat Protoc. 5 (5), 849-863 (2010).
  47. Brennan, M. P., Sinusas, A. J., Horvath, T. L., Collins, J. G., Harding, M. J. Correlation between body weight changes and postoperative pain in rats treated with meloxicam or buprenorphine. Lab Anim (NY). 38 (3), 87-93 (2009).
  48. Ramon-Cueto, A., Cordero, M. I., Santos-Benito, F. F., Avila, J. Functional recovery of paraplegic rats and motor axon regeneration in their spinal cords by olfactory ensheathing glia. Neuron. 25 (2), 425-435 (2000).
  49. Arculus, S. L. Use of meloxicam as an analgesic in canine orthopaedic surgery. Vet Rec. 155 (24), 784 (2004).
  50. Bervar, M. Video analysis of standing–an alternative footprint analysis to assess functional loss following injury to the rat sciatic nerve. J Neurosci Methods. 102 (2), 109-116 (2000).
  51. Perry, S. M., Getz, C. L., Soslowsky, L. J. Alterations in function after rotator cuff tears in an animal model. J Shoulder Elbow Surg. 18 (2), 296-304 (2009).
  52. Stoll, C., et al. Healing parameters in a rabbit partial tendon defect following tenocyte/biomaterial implantation. Biomaterials. 32 (21), 4806-4815 (2011).
  53. Hankemeier, S., et al. Bone marrow stromal cells in a liquid fibrin matrix improve the healing process of patellar tendon window defects. Tissue Eng Part A. 15 (5), 1019-1030 (2009).
  54. Silver, I. A., et al. A clinical and experimental study of tendon injury, healing and treatment in the horse. Equine Vet J Suppl. (1), 1-43 (1983).
  55. Enwemeka, C. S. Inflammation, cellularity, and fibrillogenesis in regenerating tendon: implications for tendon rehabilitation. Phys Ther. 69 (10), 816-825 (1989).
  56. Goldin, B., Block, W. D., Pearson, J. R. Wound healing of tendon–I. Physical, mechanical and metabolic changes. J Biomech. 13 (3), 241-256 (1980).
  57. Lyras, D. N., et al. The effect of platelet-rich plasma gel in the early phase of patellar tendon healing. Arch Orthop Trauma Surg. 129 (11), 1577-1582 (2009).
  58. Oshiro, W., Lou, J., Xing, X., Tu, Y., Manske, P. R. Flexor tendon healing in the rat: a histologic and gene expression study. J Hand Surg Am. 28 (5), 814-823 (2003).
  59. Visser, L. C., Arnoczky, S. P., Caballero, O., Gardner, K. L. Evaluation of the use of an autologous platelet-rich fibrin membrane to enhance tendon healing in dogs. Am J Vet Res. 72 (5), 699-705 (2011).
check_url/it/56810?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Wagner, J. R., Taguchi, T., Cho, J. Y., Charavaryamath, C., Griffon, D. J. Evaluation of Stem Cell Therapies in a Bilateral Patellar Tendon Injury Model in Rats. J. Vis. Exp. (133), e56810, doi:10.3791/56810 (2018).

View Video