Summary

Fisk spermier bedömning använder programvara och kylanordningar

Published: July 28, 2018
doi:

Summary

Protokolls beskriver förfarandet fisk spermier bedömning med hjälp av datorstödda spermier analys och kylanordningar. Programvaran ger en snabb, korrekt och kvantitativ analys av fisk spermiernas kvalitet baserat på spermier motilitet, vilket kan vara ett användbart verktyg i vattenbruk att förbättra reproduktionen framgång.

Abstract

För gamet kvalitetsbedömning finns det innovativa, snabb och kvantitativa tekniker som kan ge användbara data för vattenbruk. Datoriserade system för spermier analys utvecklades för att mäta flera parametrar och en av de vanligaste uppmätta är spermierörlighet.

Inledningsvis utformades denna datorteknik för däggdjursarter, men det kan även användas för fisk spermier analys. Fisk har särdrag som kan påverka spermier bedömning såsom en kort motilitet tid efter aktivering och, i vissa fall anpassning till lägre temperaturer. Det är således nödvändigt att ändra både mjukvara och hårdvara komponenter för att effektivisera motilitet analys för fisk spermier analys. Spermiereceptorn, används värmeplattan för att upprätthålla optimala temperaturer av spermier. Dock för vissa fiskarter är det fördelaktigt att använda en lägre temperatur för att förlänga varaktigheten av motilitet, eftersom spermierna förbli aktiva i mindre än 2 min. Det är därför nödvändigt att kyla prover vid konstant temperatur över tiden av analys, inklusive på det optiska mikroskopet kylning enheter. Det här protokollet beskriver analys av fisk spermierörlighet använder programvara för spermier analys och nya kylanordningar för att optimera resultaten.

Introduction

Effekten av reproduktion beror på kvaliteten på både könsceller (ägg och spermier)1,2. Detta är den viktigaste faktorn som bidrar till framgångsrik befruktning, möjliggör utveckling av livskraftiga avkommor3,4. Den praktiska utvärderingen av könsceller kvalitet är det bästa verktyget för att definiera fertilitet potentialen i ett exemplar.

Blanda sperma från flera hanar är vanligt i produktionen av många vattenlevande kommersiella arter4. Men spermier variabiliteten mellan hanar kan leda till spermier konkurrens och följaktligen inte alla män lika bidrar till genbank5. I denna mening är korrekt utvärdering av enskilda ejakulat/spermier funktioner, till exempel motilitet, grundläggande för erhålla diskriminerande information angående enskilda manlig fertilitet potentiella. Direkt observation av spermiernas rörlighet kan producera missvisande och subjektiva data eftersom det kräver tid och erfarenhet, vilket leder till bristande konsekvens och inkompatibilitet av resultat6,7. Men finns det många innovativa, snabb och kvantitativa tekniker som kan ge en tillförlitlig spermier kvalitet analys2,4.

Datorstödd spermier analys utvecklades för att erbjuda korrekta uppgifter om spermier kvalitet8. Denna teknik omfattar utveckling av programvara som är associerad med fas kontrast Mikroskop som gör bedömningen av spermiernas rörlighet. En begränsande faktor för motilitet parametern är dock bildhastigheten för videokameran. Enskilda spermier banor är baserade på spermier huvudet centroiden position i bildrutor av videoinspelningar, som är korrelerad med flagellar rörelse mönster3,9,10, 11. de kinetiska parametrar mäts är linjär hastighet (VSL), krökt velocity (VCL) och genomsnittliga sökvägen velocity (VAP). VSL är avståndet mellan start- och slutpunkten vidtagit de spermier som dividerat med tiden. VCL är den verkliga hastigheten längs den exakta bollbana vidtagit spermier. VAP är hastigheten längs en härledd jämnas bana för bana. Dessa parametrar kan ytterligare kinetiska information, inklusive linearitet (LIN), rakhet (STR), vingla (WOB) och misshandeln mätningar som amplitud av laterala huvudrörelser (ALH) och beat-cross frekvens (BCF)4,10.

Spermier analys systemet användes ursprungligen för däggdjursarter, och ett av kraven för systemet är att driva på kroppstemperaturen hos givaren (cirka 37 ° C). Denna programvara kan också användas för fiskarter; även om det är nödvändigt att göra vissa anpassningar för att minska felet av spermier analysresultat. I vissa fiskarter, såsom laxfiskar och ål8,12, sker befruktning vid låg temperatur (omkring 4 ° C)2,4. Således, kylning enheter bör utvecklas för att undvika obekväma arbetsförhållanden. Dessutom fisk spermier är orörliga i sädesvätska och kräver en osmotiska chock att aktivera motilitet. För sötvatten arter, bör aktivator mediet har hypoton osmolalitet, medan för marina arter medium bör hyperton. Men för vissa arter, kan som laxfiskar, ion koncentrationen också vara viktigt3,4,9. Efter aktivering kännetecknas fisk spermier av en snabb minskning av motilitet (mindre än 2 min)13,14 och hög hastighet, att vara avgörande för att bestämma den optimala hastigheten att erhålla tillförlitliga uppgifter15.

Syftet med denna studie är att utforma och tillämpa kylsystem för fisk spermier prover. Dessutom definierar detta protokoll hur att hitta de optimala bildrutehastigheter för etableringen av standardprotokoll beroende på Art. Användning av detta protokoll öppnar nya dörrar i samband med fisk seminal utvärdering, med den europeiska ålen som modell.

Protocol

Förfaranden som inbegriper djur ämnena har varit godkänd (2015/VSC/ärter/00064) av den allmänna riktningen av jordbruksproduktionen och boskap på Universitat Politècnica de València. 1. samla in spermier från mogen europeisk ål i fångenskap Obs: Använd europeisk ål hanar underhålls i tankarna med havsvatten och ett recirkulerande system vid konstant temperatur (20 ° C). Behandla med hormoner genom veckovisa intraperitoneal injektion (humant koriongonado…

Representative Results

Analys av tid effekten på spermiernas rörlighet När det gäller den europeiska ålen, procentandelen av statiska spermatozoa ökade från 15 s till 120 s efter aktivering (från 24,4% 40,7%) och andelen mobila progressiva spermier minskat (från 36,9% till 20,9%) (Figur 1A och 1B). Baserat på hastighet, spermier celler visade en minskning av hastigheten över ti…

Discussion

Spermier analys programvara som används i detta protokoll har använts av forskare som är i världen för olika arter, inklusive fisk. Fisk har dock vissa specifika funktioner som kan påverka bedömningen av spermier. Fisk spermier visade hög hastighet i ögonblicket av aktivering som minskar snabbt och leder till en kort tid av motilitet efter aktiveringen. Dessutom temperaturen av reproduktion artspecifikt och, i vissa fall kan vara runt 4 ° C2,4,</su…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Detta projekt har beviljats medel från föreningen kostnaden (mat och jordbruk kostnad åtgärd FA1205: AQUAGAMETE och Europeiska unionens programmet Horisont 2020 forskning och innovation under Marie Sklodowska-Curie projektet IMPRESS (GA nr 642893). Vi vill tacka den vetenskapliga teamet av PROiSER, särskilt till studenten Alberto Vendrell Bernabéu, för hans aktiva deltagande i videoinspelningen av detta projekt.

Materials

Human Chorionic Gonadotropin Argent Chemical Laboratories hCG Hormone
Benzocaine Merck E1501 Sigma Anesthesia
sodium bicarbonate Merck S5761 Sigma  P1 medium
sodium chloride Merck 1.06406 EMD Millipore P1 medium
magnesium chloride Merck 1374248 USP P1 medium
potassium chloride Merck P3911-500G P1 medium
calcium chloride Merck C7902-500G P1 medium
commercial salt Aqua Medic  Meersalz Activator solution 
BSA Merck 05470 Sigma Activator solution 
Falcon tubes 15 ml Merck T1943-1000EA
Falcon tubes support Merck R5651-5EA
Eppendorfs Merck T9661-1000EA
Micropipet 20 µl Gilson PIPETMAN® Classic
Micropipet 10 µl Merck Z683787-1EA
Tips for micropipets 20 µl Merck Z740030-1000EA
Tips for micropipets 10 µl Merck Z740028-2000EA
Spermtrack PROiSER Counting chamber
TruMorph PROiSER TruMorph
Microscope UB 200i Serie PROiSER Microscope
Cooler plate PROiSER Prototype
Cooler block PROiSER Prototype
ISAS v1 PROiSER ISAS Software

References

  1. Kime, D. E., et al. Use of computer-assisted sperm analysis (CASA) for monitoring the effects of pollution on sperm quality of fish; application to the effects of heavy metals. Aquatic Toxicology. 36, 223-237 (1996).
  2. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology – Part C: Toxicology & Pharmacology. 130, 425-433 (2001).
  3. Bobe, J., Labbé, C. Egg and sperm quality in fish. General and Comparative Endocrinology. 165, 535-548 (2010).
  4. Rurangwa, E., Kime, D. E., Ollevier, F., Nash, J. P. The measurement of sperm motility and factors affecting sperm quality in cultured fish. Aquaculture. 234, 1-28 (2004).
  5. Bekkevold, D., Hansen, M. M., Loeschcke, V. Male reproductive competition in spawning aggregations of cod (Gadus morhua, L.). Molecular Ecology. 11, 91-102 (2002).
  6. Chong, A. P., Walters, C. A., Weinrieb, S. A. The neglected laboratory test: the semen analysis. Journal of Andrology. 4, 280-282 (1983).
  7. Overstreet, J. W., Katz, D. F., Hanson, F. W., Fonesca, J. R. Laboratory tests for human male reproductive risk assessment. Teratogenesis, Carcinogenesis, and Mutagenesis. 4, 67-82 (1984).
  8. Gallego, V., et al. Standardization of European eel (Anguilla anguilla) sperm motility evaluation by CASA software. Theriogenology. 79, 1034-1040 (2013).
  9. Fauvel, C., Suquet, M., Cosson, J. Evaluation of fish sperm quality. Journal of Applied Ichthyology. 26, 636-643 (2010).
  10. Mortimer, S. T., Schoëvaërt, D., Swan, M. A., Mortimer, D. Quantitative observations of flagellar motility of capacitating human spermatozoa. Human Reproduction. 12, 1006-1012 (1997).
  11. Bompart, D., et al. CASA-Mot technology: How results are affected by the frame rate and counting chamber. Reproduction, Fertility and Development. , (2018).
  12. Vladić, T., Järvi, T. Sperm motility and fertilization time span in Atlantic salmon and brown trout – the effect of water temperature. Journal of Fish Biology. 50, 1088-1093 (1997).
  13. Rurangwa, E., Volckaert, F. A. M., Huyskens, G., Kime, D. E., Ollevier, F. Quality control of refrigerated and cryopreserved semen using computer-assisted sperm analysis (CASA), viable staining and standardizes fertilisation in African catfish (Clarias gariepinus). Theriogenology. 55, 751-769 (2001).
  14. Cosson, J., et al. Marine fish spermatozoa: racing ephemeral swimmers. Reproduction. 136, 277-294 (2008).
  15. Castellini, C., Dal Bosco, A., Ruggeri, S., Collodel, G. What is the best frame rate for evaluation of sperm motility in different species by computer-assisted sperm analysis?. Fertility and Sterility. 96, 24-27 (2011).
  16. Soler, C., et al. A holographic solution for sperm motility analysis in boar samples. Effect of counting chamber depth. Reproduction, Fertility and Development. , (2018).
  17. Elliot, F. I., Sherman, J. K., Elliot, E. J., Sullivan, J. J. A photo method of measuring sperm motility. Journal of Animal Science. 37, 310 (1973).
  18. Katz, D. F., Dott, H. M. Methods of measuring swimming speed of spermatozoa. Journal of Reproduction and Fertility. 45, 263-272 (1975).
  19. Liu, Y. T., Warme, P. K. Computerized evaluation of sperm cell motility. Computers and Biomedical Research. 10, 127-138 (1977).
  20. Jecht, E. W., Russo, J. J. A system for the quantitative analysis of human sperm motility. Andrologia. 5, 215-221 (1973).
  21. Holt, W. V., Palomo, M. J. Optimization of a continuous real-time computerized semen analysis system for ram sperm motility assessment, and evaluation of four methods of semen preparation. Reproduction, Fertility and Development. 8, 219-230 (1996).
  22. Stephens, D. T., Hickman, R., Hoskins, D. D. Description, validation, and performance characteristics of a new computer-automated sperm motility analysis system. Biology of Reproduction. 38, 577-586 (1988).
  23. Mortimer, D., Goel, N., Shu, M. A. Evaluation of the CellSoft automated semen analysis system in a routine laboratory setting. Fertility and Sterility. 50, 960-968 (1988).
  24. Mortimer, S. T., Swan, M. A. Kinematics of capacitating human spermatozoa analysed at 60 Hz. Human Reproduction. 10, 873-879 (1995).
  25. Holt, W. V., O’Brien, J., Abaigar, T. Applications and interpretation of computer-assisted sperm analyses and sperm sorting methods in assisted breeding and comparative research. Reproduction, Fertility and Development. 19, 709-718 (2007).
  26. Gill, H. Y., Van Arsdalen, K., Hypolote, J., Levin, R., Ruzich, J. Comparative study of two computerized semen motility analyzers. Andrologia. 20, 433-440 (1988).
  27. Jasko, D. J., Lein, D. H., Foote, R. H. A comparison of two computer-assisted semen analysis instruments for the evaluation of sperm motion characteristics in the stallion. Journal of Andrology. 11, 453-459 (1990).
  28. Vantman, D., Koukoulis, G., Dennison, L., Zinaman, M., Sherins, R. Computer-assisted semen analysis: Evaluation of method and assessment of the influence of sperm concentration on linear velocity determination. Fertility and Sterility. 49, 510-515 (1988).
  29. Kime, D. E., et al. Computer-assisted sperm analysis (CASA) as a tool for monitoring sperm quality in fish. Comparative Biochemistry and Physiology – Part C: Toxicology & Pharmacology. 130, 425-433 (2001).
  30. Scherr, T., et al. Microfluidics and numerical simulation as methods for standardization of zebrafish sperm cell activation. Biomedical Microdevices. 17, 65-75 (2015).
  31. Mortimer, S. T., Swan, M. A. Effect of image sampling frequency on established and smoothing-independent kinematic values of capacitating human spermatozoa. Human Reproduction. 14, 997-1004 (1999).
  32. Hoogewijs, M. K., et al. Influence of counting chamber type on CASA outcomes of equine semen analysis. Equine Veterinary Journal. 44, 542-549 (2012).
  33. Soler, C., et al. Effect of counting chamber on seminal parameters, analyzing with the ISASv1®. Revista Internacional de Andrología. 10, 132-138 (2012).
  34. Didion, B. A. Computer-assisted semen analysis and its utility for profiling boar semen samples. Theriogenology. 70, 1374-1376 (2008).
  35. David, G., Serres, C., Jouannet, P. Kinematics of human spermatozoa. Gamete Research. 4, 83-95 (1981).
  36. Björndahl, L. What is normal semen quality? On the use and abuse of reference limits for the interpretation of semen results. Human Fertility (Cambridge). 14, 179-186 (2011).
  37. Verstegen, J., Iguer-ouada, M., Onclin, K. Computer-assisted semen analyzers in andrology research and veterinary practice. Theriogenology. 57, 149-179 (2002).
  38. Alavia, S. M. H., Cosson, J. Sperm motility in fishes. I. Effects of temperature and pH: a review. Cell Biology International. 29, 101-110 (2005).
  39. Islam, M. S., Akhter, T. Tale of Fish Sperm and Factors Affecting Sperm Motility: A Review. Advancements in Life Sciences. 1, 11-19 (2011).
  40. Dadras, H., et al. Analysis of common carp Cyprinus carpio sperm motility and lipid composition using different in vitro temperatures. Anim. Reprod. Sci. 180, 37-43 (2017).
  41. Soler, C., García, A., Contell, J., Segervall, J., Sancho, M. Kinematics and subpopulations’ structure definition of blue fox (Alopex lagopus) sperm motility using the ISASV1 CASA system. Reproduction in Domestic Animals. 49, 560-567 (2014).
  42. Vásquez, F., Soler, C., Camps, P., Valverde, A., GarcíaMolina, A. Spermiogram and sperm head morphometry assessed by multivariate cluster analysis results during adolescence (12-18 years) and the effect of varicocele. Asian Journal of Andrology. 18, 824-830 (2016).
  43. Soler, C., et al. Dog sperm head morphometry: its diversity and evolution. Asian Journal of Andrology. 19, 149-153 (2017).
  44. Valverde, A., et al. Morphometry and subpopulation structure of Holstein bull spermatozoa: variations in ejaculates and cryopreservation straws. Asian Journal of Andrology. 18, 851-857 (2016).
check_url/56823?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Caldeira, C., Soler, C. Fish Sperm Assessment Using Software and Cooling Devices. J. Vis. Exp. (137), e56823, doi:10.3791/56823 (2018).

View Video