Summary

Galle Salt-indusert Biofilm formasjonen i Enteric patogener: teknikker for identifikasjon og måling

Published: May 06, 2018
doi:

Summary

Denne protokollen gjør leseren til å analysere galle salt-indusert biofilm formasjonen i enteric patogener med en mangefasettert tilnærming for å fange dynamikken i bakteriell biofilm ved å vurdere etterlevelse, ekstracellulære polymere stoff matrix formasjon, og spredning.

Abstract

Biofilm formasjon er en dynamisk, flertrinns prosess som skjer i bakterier under harde forhold eller tider med stress. For enteric patogener, er en betydelig stressrespons indusert under gastrointestinal transport og galle eksponering, en normal del av menneskelige fordøyelse. For å overvinne bakteriedrepende effekten av galle, danne mange enteric patogener en biofilm hypotesen for å tillate overlevelse når transitt gjennom tynntarmen. Her presenterer vi metoder for å definere biofilm formasjon gjennom solid-fase tilslutning analyser samt ekstracellulære polymere stoff (EPS) matrix gjenkjenning og visualisering. Videre er biofilm spredning vurdering presentert for å etterligne analyse av hendelser utløse utgivelsen av bakterier under infeksjon prosessen. Crystal violet flekker brukes til å oppdage tilhenger bakterier i en høy gjennomstrømming 96-brønns plate overholdelse av analysen. EPS produksjon vurdering bestemmes av to analyser, nemlig mikroskopi farging av EPS matrise og semi kvantitativ analyse med en fluorescently-konjugerte polysakkarid bindende Lektiner. Endelig måles biofilm spredning gjennom kolonien teller og plating. Positive data fra flere analyser støtte karakterisering av biofilm og kan brukes til å identifisere galle salt-indusert biofilm formasjon i andre bakterielle stammer.

Introduction

Biofilm dannelsen er en viktig bakteriell overlevelsesstrategi indusert under harde forhold. Eksponering for bakteriedrepende forbindelser som antibiotika eller endringer i næringsstoffer eller oksygen tilgjengelighet induserer en stresset stat i bakterier som kan lindres gjennom biofilm dannelsen. En biofilm er preget av bakteriell vedlegg til en overflate eller andre bakterier og ledsages av utskillelsen av en EPS matrise hovedsakelig består av polysakkarider1,2,3. Biofilm formasjon er en dynamisk prosess der en kaskade av hendelser kulminerer i dannelsen av en moden tilhenger bakterielle samfunnet1,2,3. Bakterien produserer adhesins for å lette tidlig vedlegg skifting av adhesin genet uttrykket profiler for å styrke vedlegg under biofilm modning. Samtidig, slår EPS produksjon strøk den bakterielle samfunnet i en matrise å beskytte cellene fra det første trykk. Bakterier i biofilm er langsom voksende; og som sådan, gjør de fleste antibiotika ineffektive. Videre sparer den langsomme veksten energi til forholdene endres til fordel bakterievekst1,2,3. Etter de harde forholdene har gått, bakterier spre biofilm og gjenoppta en planktoniske livsstil1,2,3. Tradisjonelt biofilm er observert på overflater og en vedvarende klinisk utfordring på grunn av smitte reservoarene på katetre og i-bolig enheter1,2,3.

Biofilm formasjon ble nylig beskrevet for flere enteric patogener; bakterier som smitter tynntarmen eller kolon4. For Shigella arter, oppstår infeksjon i menneskelig kolon etter transitt gjennom fleste gastrointestinaltraktus. Under passasje gjennom tynntarm, er Shigella utsatt for galle; en lipid-nedverdigende vaskemiddel utskilles i tarmen til rette for fordøyelsen av lipider mens samtidig drepe de fleste bakterier5. Innstigning patogener har en unik evne til å motstå bakteriedrepende effekten av galle6. Vår siste analyse benyttet i vivo-liker kombinasjoner av glukose og galle salter å demonstrere robuste biofilm formasjon i S. flexneri og andre arter av Shigella, sykdomsfremkallende Escherichia coliog Salmonella4. Tidligere Salmonella enterica serovar Typhi ble vist å danne en galle-indusert biofilm på grunn av unike kolonisering av gallbladder under kronisk infeksjon7,8,9, 10. i tillegg tidligere forskning med Vibrio11og12 vist biofilm formasjon svar galle. Derfor analysene utvidet galle-indusert biofilm formasjon observasjoner til andre patogener og bidra til å etablere demonstrasjon av bevarte enteric patogen svar til galle. I motsetning til kronisk biofilm som bakteriell genet transkripsjon er begrenset og celle senescence kan oppstå1,2,3, foreslår vi at enteric galle-indusert biofilm er mer midlertidig i naturen. Denne forbigående, virulente biofilm er stemplet av en rask demontering (som sett i spredning analysen) og forbedret virulens genuttrykk observert i biofilm befolkningen4,6

Biofilm formasjon er en multifaceted, dynamisk prosess og bruk av galle salter som en initiering faktor har bare vært nylig beskrevet for mest enteric patogener, er verktøy og teknikker som brukes unike og kreative programmer av tradisjonelle metoder. Dermed er presenteres her tre gratis strategier for å kvantifisere flere viktige egenskaper av galle salt-indusert biofilm formasjon, inkludert bakteriell etterlevelse, produksjon av EPS matrix og spredning av levedyktig bakterier fra biofilm. Disse teknikkene har vært benyttet for forskning med Shigella; og derfor evaluering av andre enteric patogener kan kreve optimalisering. Likevel positive data fra alle tre analyser støtter identifikasjon av biofilm og etablere reproduserbar protokoller for galle salt-indusert biofilm formasjon.

Protocol

1. forberedelse av reagenser Galle salter medium: for å forberede tryptic soya kjøttkraft (TSB) som inneholder 0,4% gallesalter (vekt/volum), resuspend 200 mg av galle salter i 50 mL autoklaveres TSB. Filteret sterilisere bruke filtere 0.22 µm. Gjør frisk medium ukentlig.Merknader: Galle salter som rutinemessig brukes er en 1:1 blanding av natrium cholate og natrium deoxycholate isolert fra ovine og storfe gallbladders. Som vist tidligere4, var tilstedeværelsen av glukose nødve…

Representative Results

I figur 1, er biofilm formasjon indusert i de fleste av seks enteric patogener testet følgende vekst i media som inneholder galle salter. En betydelig økning i tilhenger bakterier etter galle salter eksponering er observert i nesten alle stammer testet. Unntaket er enteroaggregative E. coli (EAEC); men oppmerksom indusert observasjon av Δaaf mutant4. Resultatene indikerer at ytterligere tilslutning mekani…

Discussion

Analyse av biofilm formasjon er utfordrende på grunn av dynamikken i biofilm og variasjonen mellom stammer, materialer, laboratorier og analyser. Her presenteres flere strategier for å fastslå biofilm formasjonen i enteric patogener etter galle salter eksponering med eksperimentelle innsikt forsynt for å fremme reproduserbarhet. Det er flere hensyn å sikre reproduserbarhet. Først og fremst, anbefales det at du utfører minst tre uavhengige eksperimenter med teknisk triplicates å bekrefte observasjoner og statistis…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Vi takker Rachael B. Chanin og Alejandro Llanos-Chea for teknisk assistanse. Vi takker Anthony T. Maurelli, Bryan P. Hurley, Alessio Fasano, Brett E. Swierczewski og Bobby Cherayil for stammene som er brukt i denne studien. Dette arbeidet ble støttet av National Institute of Allergy og smittsomme sykdommer Grant K22AI104755 (C.S.F.). Innholdet er ansvar forfattere og representerer ikke nødvendigvis den offisielle synet til National Institutes of Health.

Materials

Tryptic Soy Broth Sigma-Aldrich  22092-500G
Crystal Violet Sigma C6158-50
Concanavalin-A FITC Sigma C7642-10mg
Glucose Sigma G7021-1KG
Bile Salts Sigma B8756-100G 
LB Agar Sigma L7533-1KG
14 mL culture tubes, 17 x 100 mm, plastic, sterile Fisher 14-959-11B
Vectashield hard-set antifade with DAPI Vector Laboratories H-1500 
Formaldehyde Sigma-Aldrich  F1635-500
Gluteraldehyde Sigma-Aldrich  G6257
Flat-bottomed 96-well plates (clear) TPP 92696
Flat-bottomed 96-well plates (black) Greiner Bio-One  655076
Flat-bottomed 24-well plates (clear) TPP 92424
Glass coverslips 12mm, round Fisher 08-774-383
96-well plate reader Spectramax
Flourescent plate reader Biotek Synergy 2
Confocal or Fluorescent Microscope Nikon A1 confocal microscope
37°C Shaking Incubator New Brunswick Scientific Excella E25
37°C Plate Incubator Thermolyne Series 5000

Riferimenti

  1. Joo, H. -. S. S., Otto, M. Molecular basis of in vivo biofilm formation by bacterial pathogens. Chem Biol. 19 (12), 1503-1513 (2012).
  2. O’Toole, G., Kaplan, H. B., Kolter, R. Biofilm Formation as Microbial Development. Annu Rev Microbiol. 54 (1), 49-79 (2000).
  3. Donlan, R. M. Biofilm Formation: A Clinically Relevant Microbiological Process. Clin Infect Dis. 33 (8), 1387-1392 (2001).
  4. Nickerson, K. P., et al. Analysis of Shigella flexneri resistance, biofilm formation, and transcriptional profile in response to bile salts. Infect Immun. 85 (6), (2017).
  5. Ridlon, J. M., Kang, D. -. J., Hylemon, P. B. Bile salt biotransformations by human intestinal bacteria. J Lipid Res. 47 (2), 241-259 (2006).
  6. Sistrunk, J. R., Nickerson, K. P., Chanin, R. B., Rasko, D. A., Faherty, C. S. Survival of the fittest: How bacterial pathogens utilize bile to enhance infection. Clin Microbiol Rev. 29 (4), (2016).
  7. Prouty, A. M., Schwesinger, W. H., Gunn, J. S. Biofilm formation and interaction with the surfaces of gallstones by Salmonella spp. Infect Immun. 70 (5), 2640-2649 (2002).
  8. Crawford, R. W., Gibson, D. L., Kay, W. W., Gunn, J. S. Identification of a bile-induced exopolysaccharide required for Salmonella biofilm formation on gallstone surfaces. Infect Immun. 76 (11), 5341-5349 (2008).
  9. Crawford, R. W., Reeve, K. E., Gunn, J. S. Flagellated but not hyperfimbriated Salmonella enterica serovar Typhimurium attaches to and forms biofilms on cholesterol-coated surfaces. J Bacteriol. 192 (12), 2981-2990 (2010).
  10. Crawford, R. W., Rosales-Reyes, R., Ramírez-Aguilar, M. d. e. l. a. L., Chapa-Azuela, O., Alpuche-Aranda, C., Gunn, J. S. Gallstones play a significant role in Salmonella spp. gallbladder colonization and carriage. Proc Natl Acad Sci U S A. 107 (9), 4353-4358 (2010).
  11. Koestler, B. J., Waters, C. M. Bile acids and bicarbonate inversely regulate intracellular cyclic di-GMP in Vibrio cholerae. Infect Immun. 82 (7), 3002-3014 (2014).
  12. Svensson, S. L., Pryjma, M., Gaynor, E. C. Flagella-mediated adhesion and extracellular DNA release contribute to biofilm formation and stress tolerance of Campylobacter jejuni. PLoS One. 9 (8), e106063 (2014).
  13. Martinez-Medina, M., et al. Biofilm formation as a novel phenotypic feature of adherent-invasive Escherichia coli (AIEC). BMC Microbiol. 9 (1), 202 (2009).
  14. Naves, P., et al. Measurement of biofilm formation by clinical isolates of Escherichia coli is method-dependent. J Appl Microbiol. 105 (2), 585-590 (2008).
  15. Danese, P. N., Pratt, L. A., Dove, S. L., Kolter, R. The outer membrane protein, Antigen 43, mediates cell-to-cell interactions within Escherichia coli biofilms. Mol Microbiol. 37 (2), 424-432 (2000).
  16. Nickerson, K. P., McDonald, C. Crohn’s disease-associated adherent-invasive Escherichia coli adhesion is enhanced by exposure to the ubiquitous dietary polysaccharide maltodextrin. PLoS One. 7 (12), e52132 (2012).
  17. Paddock, S. W. Confocal laser scanning microscopy. Biotechniques. 27 (5), (1999).
  18. Paddock, S. W. Principles and practices of laser scanning confocal microscopy. Mol Biotechnol. 16 (2), 127-149 (2000).
  19. Paddock, S. Over the rainbow: 25 years of confocal imaging. Biotechniques. 44 (5), (2008).
  20. Paddock, S. W., Eliceiri, K. W. Laser scanning confocal microscopy: history, applications, and related optical sectioning techniques. Methods Mol Biol. 1075, 9-47 (2014).
  21. Nataro, J. P., Steiner, T., Guerrant, R. L. Enteroaggregative Escherichia coli. Emerg Infect Dis. 4 (2), 251-261 (1998).
  22. Nesper, J., Lauriano, C. M., Klose, K. E., Kapfhammer, D., Kraiss, A., Reidl, J. Characterization of Vibrio cholerae O1 El tor galU and galE mutants: influence on lipopolysaccharide structure, colonization, and biofilm formation. Infect Immun. 69 (1), 435-445 (2001).
  23. Hadjifrangiskou, M., et al. Transposon mutagenesis identifies uropathogenic Escherichia coli biofilm factors. J Bacteriol. 194 (22), 6195-6205 (2012).
  24. Rahimpour, M., et al. GlgS, described previously as a glycogen synthesis control protein, negatively regulates motility and biofilm formation in Escherichia coli. Biochem J. 452 (3), 559-573 (2013).
  25. Sharma, V. K., Kudva, I. T., Bearson, B. L., Stasko, J. A. Contributions of EspA Filaments and Curli Fimbriae in Cellular Adherence and Biofilm Formation of Enterohemorrhagic Escherichia coli O157:H7. PLoS One. 11 (2), e0149745 (2016).
  26. Keto-Timonen, R., Hietala, N., Palonen, E., Hakakorpi, A., Lindström, M., Korkeala, H. Cold Shock Proteins: A Minireview with Special Emphasis on Csp-family of Enteropathogenic Yersinia. Front Microbiol. 7, 1151 (2016).
  27. Pöntinen, A., Markkula, A., Lindström, M., Korkeala, H. Two-Component-System Histidine Kinases Involved in Growth of Listeria monocytogenes EGD-e at Low Temperatures. Appl Environ Microbiol. 81 (12), 3994-4004 (2015).
  28. Regeard, C., Mérieau, A., Guespin-Michel, J. F. A bioluminescence assay for screening thermoregulated genes in a psychrotrophic bacterium Pseudomonas fluorescens. J Appl Microbiol. 88 (1), 183-189 (2000).
  29. Markkula, A., Mattila, M., Lindström, M., Korkeala, H. Genes encoding putative DEAD-box RNA helicases in Listeria monocytogenes EGD-e are needed for growth and motility at 3°C. Environ Microbiol. 14 (8), 2223-2232 (2012).
  30. Fux, C. A., Shirtliff, M., Stoodley, P., Costerton, J. W. Can laboratory reference strains mirror “real-world” pathogenesis?. Trends Microbiol. 13 (2), 58-63 (2005).
  31. Takai, S., Sekizaki, T., Ozawa, T., Sugawara, T., Watanabe, Y., Tsubaki, S. Association between a large plasmid and 15- to 17-kilodalton antigens in virulent Rhodococcus equi. Infect Immun. 59 (11), 4056-4060 (1991).
  32. Maurelli, A. T., Blackmon, B., Curtiss, R. Loss of pigmentation in Shigella flexneri 2a is correlated with loss of virulence and virulence-associated plasmid. Infect Immun. 43 (1), 397-401 (1984).
  33. Kopecko, D. J., Washington, O., Formal, S. B. Genetic and physical evidence for plasmid control of Shigella sonnei form I cell surface antigen. Infect Immun. 29 (1), 207-214 (1980).
  34. Faherty, C. S., Redman, J. C., Rasko, D. A., Barry, E. M., Nataro, J. P. Shigella flexneri effectors OspE1 and OspE2 mediate induced adherence to the colonic epithelium following bile salts exposure. Mol Microbiol. 85 (1), 107-121 (2012).
  35. Kobayashi, H., Oethinger, M., Tuohy, M. J., Procop, G. W., Bauer, T. W. Improved detection of biofilm-formative bacteria by vortexing and sonication: a pilot study. Clin Orthop Relat Res. 467 (5), 1360-1364 (2009).
  36. de Oliveira Ferreira, T., et al. Microbial investigation of biofilms recovered from endotracheal tubes using sonication in intensive care unit pediatric patients. Braz J Infect Dis. 20 (5), 468-475 (2016).
  37. Petruzzi, B., Briggs, R. E., Swords, W. E., De Castro, C., Molinaro, A., Inzana, T. J. Capsular Polysaccharide Interferes with Biofilm Formation by Pasteurella multocida Serogroup A. MBio. 8 (6), e01843-e01817 (2017).
  38. Payne, D. E., Boles, B. R. Emerging interactions between matrix components during biofilm development. Curr Genet. 62 (1), 137-141 (2016).
  39. Huang, R., Li, M., Gregory, R. L. Bacterial interactions in dental biofilm. Virulence. 2 (5), 435-444 (2011).
  40. Buswell, C. M., Nicholl, H. S., Walker, J. T. Use of continuous culture bioreactors for the study of pathogens such as Campylobacter jejuni and Escherichia coli O157 in biofilms. Methods Enzymol. 337, 70-78 (2001).
  41. McBain, A. J. Chapter 4 In Vitro Biofilm Models. Adv Appl Microbiol. 69, 99-132 (2009).
  42. Schiefer, H. G., Krauss, H., Brunner, H., Gerhardt, U. Ultrastructural visualization of surface carbohydrate structures on mycoplasma membranes by concanavalin A. J Bacteriol. 124 (3), 1598-1600 (1975).
  43. Liener, I. . The Lectins: Properties, Functions and Applications in Biology and Medicine. , (1986).
  44. Wittmann, V., Pieters, R. J. Bridging lectin binding sites by multivalent carbohydrates. Chem Soc Rev. 42 (10), 4492-4503 (2013).
  45. Wang, S., et al. The exopolysaccharide Psl-eDNA interaction enables the formation of a biofilm skeleton in Pseudomonas aeruginosa. Environ Microbiol Rep. 7 (2), 330-340 (2015).
  46. Okshevsky, M., Meyer, R. L. The role of extracellular DNA in the establishment, maintenance and perpetuation of bacterial biofilms. Crit Rev Microbiol. 41 (3), 341-352 (2015).
  47. Xu, D., Zhang, W., Zhang, B., Liao, C., Shao, Y. Characterization of a biofilm-forming Shigella flexneri phenotype due to deficiency in Hep biosynthesis. PeerJ. 4, e2178 (2016).
  48. O’Toole, G. A. Microtiter Dish Biofilm Formation Assay. J Vis Exp. (47), (2011).
  49. Nickerson, K. P., McDonald, C. Crohn’s Disease-Associated Adherent-Invasive Escherichia coli Adhesion Is Enhanced by Exposure to the Ubiquitous Dietary Polysaccharide Maltodextrin. PLoS One. 7 (12), (2012).
check_url/it/57322?article_type=t

Play Video

Citazione di questo articolo
Nickerson, K. P., Faherty, C. S. Bile Salt-induced Biofilm Formation in Enteric Pathogens: Techniques for Identification and Quantification. J. Vis. Exp. (135), e57322, doi:10.3791/57322 (2018).

View Video