Summary

체 관 부 식물 수액 공급 Hemipteran 곤충에 RNA 간섭을 유도 하 이중 가닥 RNA 구두 전달 방법

Published: May 04, 2018
doi:

Summary

이 문서에는 RNA 간섭 (RNAi) 곤충 먹이 체 관 부 수액에 대 한 식물의 혈관 조직을 통해 이중 가닥 RNA (dsRNA)의 구두 납품을 위해 개발 된 새로운 기술을 보여 줍니다.

Abstract

체 관 부 및 식물 sap 먹이 곤충 침략 작물과 식량 작물을 손상 하는 과정에서 영양소를 검색 하는 과일의 무결성. Hemipteran 곤충 체 관 부 수액에 먹이로 작물을 손상 하는 식물의 경제적으로 상당한 해충의 숫자에 대 한 계정. 갈색 marmorated 악취 버그 (BMSB), Halyomorpha halys (Heteroptera: Pentatomidae)와 아시아 감귤 류 psyllid (ACP), Diaphorina citri 쿠 (Hemiptera: Liviidae)는 북미 지역에서 도입 hemipteran 해충 어디 그들은 그들은 실내 집계 때 고부가가치 전문, 행, 및 주식 작물 및 감귤 류 과일의 침략 농업 유해물으로 귀찮은 해충 있습니다. 많은 종에서 살충제 저항 해충 관리 전략의 대체 방법의 개발을 주도하 고 있다. 이중 가닥 RNA (dsRNA)-중재 RNA 간섭 (RNAi)는 해충의 관리를 위한 공구로 잠재적인 응용 프로그램을 기능 게놈 연구에 대 한 메커니즘을 입을 유전자. 것 합성된 dsRNA 또는 작은 간섭 RNA (siRNA)은 동종 제시 하는 내 생 RNA의 저하를 통해 매우 효율적인 유전자 침묵 하는 것을 실행할 수 있습니다. 효과적이 고 환경으로 사용 RNAi 분자 biopesticides biocontrol hemipteran 곤충의 대 한 먹이 통해 dsRNAs 비보에 전달을 해야합니다. 여기 곤충 dsRNA의 납품을 위한 방법 제시: 침수로 녹색 콩으로 dsRNA의 로드 하 고 섭취를 통해 구두 전달 유전자 특정 dsRNA의 흡수. 우리는 또한 비-유전자 변형 식물 배달 방법을 사용 하 여 잎 스프레이, 루트 물 약, 트렁크 주사 뿐만 아니라 찰 흙과 립, 모두의 dsRNA의 지속적인된 출시에 필수적인 수 있습니다 설명 했습니다. 구두로 섭취 dsRNA에 의해 효율적인 배달 타겟된 유전자, 청소년 호르몬 산 O-methyltransferase 등 (JHAMT)와 vitellogenin (Vg)의 표현에 상당한 감소를 유도 하는 효과적인 복용량으로 확인 됐다. 이러한 혁신적인 방법 해충 관리에 대 한 환경 문제를 극복 하 고 작물 보호에 사용 하는 dsRNA의 납품에 대 한 전략을 나타냅니다.

Introduction

Hemipteran 곤충 높은 인구 증가 달성 하 여 식물에 질병을 확산 그들의 능력의 agriculturebecause의 경제적으로 가장 중요 한 해충의 일부를 구성. BMSB, H. halys 찾을, 19961에 보고 된 첫 번째 보이 질와 아시아 (중국, 대만, 한국, 그리고 일본)에서 알 렌 타운, 펜실베이니아에 서반구에 실수로 도입 된 침입 해충 이다. 그것의 소개부터 BMSB Mid-atlantic (DE, MD, 펜 실바 니 아, 뉴저지, 버지니아, 그리고 웨스트 버지니아), 뿐만 아니라 캐나다, 유럽, 가장 높은 인구가 43 개 주에서 감지 되었습니다 하 고 농업2에 잠재적인 위협을 나타냅니다. Polyphagous 해충으로 BMSB 사과, 포도, 관 상용 식물, 씨앗, 콩, 작물과 옥수수 등 고부가가치 작물을 포함 하 여 약 300 확인 된 식물 호스트 손상을 선동 수 있습니다. 피해는 어디 동물 피어 호스트 작물 영양분을 혈관 조직2,3에서 액세스 하는 바늘 같은 stylet와 lacerate 및 플러시 라고 먹이의 모드 때문에 주로 발생 합니다. BMSB 학교 등 생활 지역에 거주지를 찾을 수 있습니다 그들은 실내 해충 이기도 하 고가을 겨울2집. 화학 물질 및 aeroallergens BMSB 발표 과일 자르기 근로자에서 불법 알레르기 반응으로 보고 되었다. BMSB 또한 접촉 피부염, 결막염, 그리고 민감한 개인4,5비 염 알레르기 질환에 기여할 수 있습니다. 또 다른 hemipteran 곤충, ACP, D. citri 쿠 (Hemiptera: Liviidae), 감귤 류 과일의 심각한 해충 이며 Huanglongbing (HLB), 더 잘 알려진 원인 체 관 부-제한 된 박테리아 (Candidatus Liberibacter asiaticus)를 전송 감귤 류 녹화 질병6,7로. HLB 중국 남부에서 처음 알려졌다 고 40 다른 아시아, 아프리카, 오세아니아, 한국 및 북미 국가7확산 하고있다. 감귤 류 녹화는 경제 및 재정 손실 때문에 감귤 류의 과일 손실; 위협 세계적인 문제 따라서, ACP의 관리는 방지 하 고 HLB 제어 매우 중요 간주 됩니다.

이러한 해충의 효과적인 제어를 위한 조치는 일반적으로 비교적 짧은 화학 살충제의 응용 프로그램 살 필요 합니다. 화학 살충제 제어 전략 종종 안전 환경 관리 전략 부족 또는 유해물 인구8,9농약 저항으로 인해 민감성을 감소. 따라서, 분자 biopesticides 가진 유해물의 생물학 통제는 잠재적인 대안 이다, 하지만 그것의 사용은 세계적으로 겸손, 남아 및 parasitoids (예를 들어, Trisolcus 나무)의 다양 한 종 자연 생물으로도 효과적일 수 있습니다. 제어 합니다. RNAi 분자 biopesticides10침략 적인 해충을 관리 하기 위한 기술을 신흥 잠재력 이다. RNAi는 결국 리드는 mRNA에 유전자 발현의 규칙 순서 특정 방식에서 dsRNAs 침입 뿐만 아니라 내 생의 효과적인 posttranscriptional 유전자 입을 용이 하 게 잘 설명된 유전자 규제 메커니즘 레벨11,12. 간단히, 외 인 dsRNA는 siRNAs에 bidentate nuclease RNase III superfamily의 구성원에 의해 처리 되는 셀에 내 면, 진화론에 벌레, 파리, 식물, 균 류, 포유류13, 보존 Dicer 호출 14 , 15.이 21-25의 뉴클레오티드 siRNA duplexes 다음 해제 및 RNAs를 가이드로 RNA 유도 입을 복잡 한 (RISC)에 통합. 이 RISC RNA 복잡 한 Watson 근육 경련 기본적인 쌍 수 하는 보완 대상 mRNA; 이 결국 지도 한다 분열 Argonaute 단백질, 멀티 도메인 단백질 저하 해당 mRNA 및 단백질 번역, 그로 인하여 입을16 posttranscriptional 유전자로 이어지는 감소는 RNase H-같은 도메인을 포함 하 여 , 17 , 18.

해충 관리를 위한 RNAi siRNA 통로 활성화 함으로써 dsRNA에서 vivo에서 , 관심사의 유전자를 침묵의 도입을 필요 합니다. 곤충 및 곤충 세포 dsRNA 배달 조직의 RNAi를 유도 하기 위해 사용 된 다양 한 방법이 포함10,19,20,21, microinjection22, 사업자 리 같은 몸으로 먹이 23, 그리고24다른 기술. RNAi 화재로 unc-22 유전자 발현을 침묵 하 꼬마 선 충 에서 처음 되었고 멜로25, 최저 초파리 melanogaster26에 frizzled 유전자의 표현에 의해 따라. 초기 기능 연구 활용 곤충, Apis mellifera22,27,28 Acyrthosiphon pisum, Blattella germanica29, dsRNA를 제공 microinjection H. halys30및 (Terenius 그 외 여러분 검토 lepidopteran 곤충 31). microinjection 곤충에 대 한 관심의 사이트를 정확 하 고 정확한 복용량을 제공 하는. 비록 같은 정화 조 자국 농업 biopesticides 개발에서의 실용성을 배제 외상32, 그러므로, 때문에 면역 관련된 유전자의 표정을 유도 수 있습니다.

DsRNA에서 vivo에서 제공 하는 또 다른 방법은입니다 몸을 담근 채, 섭취 또는 흡수 dsRNA의 동물 또는 세포의 dsRNA를 포함 하는 extracellular 매체에서 일반적으로 포함. 효율적으로 침묵 C. 선 충 뿐만 아니라 하류로의 Raf1 (DSOR1) 물질 활성화 한 단백질 키 니 아 제 키 니 아 제 (MAPKK)20, 억제 하기 위해 초파리 S2 조직 배양 세포에서 RNAi를 유도 하는 데 사용 되었습니다 젖어 pos-1 33. 그러나, 몸으로 사용 하 여 배달 dsRNA microinjection20에 비해 RNAi를 유도 하는 것 덜 효율적입니다. RNAi 중재 씹는 곤충에 입을 인공 한 천 다이어트10으로 dsRNA를 일으키는 여 서 부 옥수수 rootworm (WCR) (Diabrotica virgifera virgifera)에 먼저 보였다. 이전 보고서는 dsRNA 절지동물34특정 자연 다이어트에 주입을 제공 하는 방법을 요약 있다. 이러한 전달 방법 추가 배달;의 인위적인 수단을 대 등 하 게 효과적일 수 결정 등 어디 동등한 최저 면역 관련 유전자의 dsRNA 혈액 식사 또는 microinjected35를 통해 전달 했다 때 관찰 되었다 체체파리 비행 (Glossina morsitans morsitans)의 경우. 마찬가지로, 꿀 꿀벌38,39 뿐만 아니라 밝은 갈색 애플 엄 (Epiphyas postvittana)36, 다이아몬드 나 방 (이용한 배 xylostella) 애벌레37, 방울 통해 dsRNA의 납품 효율적인 RNAi를 유도. 호스트 식물의 혈관 조직을 통해 전달 해야 합니다 때문에, hemipteran 곤충에 dsRNA의 구두 전달 힘든 때문에 hemipteran에 가장 효과적인 RNAi 실험 dsRNA40 의 주입 활용가. 효과적인 RNAi 또한 ACP와 유리 날개 사격의 명 수 leafhopper (GWSS) Homalodisca vitripennis에서 관찰 되었다: dsRNA 감귤 류와 루트 물 약, 잎을 통해 혈관 조직으로 dsRNA를 흡수 했다 포도 덩굴을 통해 전달 했다 스프레이, 트렁크 주사, 또는 절단41,,4243,44,45,46에 의해 흡수. 이것 또한 dsRNA ACP (2016, 미국 20170211082 A1)에 대 한 첫 번째 특허 귀착되는. SiRNA 나노 입자 등 리 캐리어를 사용 하 여 dsRNA의 납품 부여 안정성, 그리고 전달된의 dsRNA 효능 증가23,,4748,49 신흥 빠르게 ,50. 나노 기반 배달 차량의 생체 외에서 그리고 vivo에서 적당 한 배달 벡터51로 치료 응용 프로그램 엄청난 잠재력을 얻으며 수 있습니다에 대 한 구체적으로 요약 했다에 대 한 핵 산에 대 한 새로운 클래스. DsRNA에 대 한 배달 차량으로 나노 입자 용 해도, hydrophobicity, 또는 제한 된 bioaccumulation52를 포함 하 여 단점 있지만 적당 한 폴리머 탈출 배달 이러한 단점을 보상 수 있습니다. 개발 및 자체 제공 뉴클레오티드의 사용 이라는 ‘센스 oligonucleotides’, 단일 좌초 RNA/DNA 쌍 신 회로46는 등장도 하고있다.

절지동물에 vitellogenesis 키가는 체 지방; Vg 합성의 주요 inducers 복제 제어 과정 및 젊은 호르몬 (JH) 또는 ecdysone 규제, Vg는 결국 Vg 수용 체 중재 된 endocytosis53통해 개발 oocyte에 의해 촬영. Vg은 polypeptides의 그룹 합성 extraovarially vitellin54,55, 주요 계란 노 른 자 단백질의 개발을 위한 필수 이며 따라서, 재생산 및 노화56에 중요 하다. Vg은 nematodes57 에 성공적으로 침묵 되었다 뿐 아니라 꿀벌 (Apis mellifera) 어디 RNAi 중재 Vg의 고갈에서에서 성인과 계란22에서 관찰 되었다. RNAi 그것의 고갈 같은 관찰 phenotypic 영향으로 이어질 것으로 생각 되었다 때문에 시험 되었다 중재 posttranscriptional 유전자 Vg의 입을 감소 산과 통치, 잠재적으로 BMSB 제어에 도움. JHAMT 유전자 인코딩하는 S-adenosyl-L-메티오닌 (SAM)-종속 JH 산 O-methyltransferase, JH 생 합성 통로58의 마지막 단계를 catalyzes. 이 통로 farnesyl 파이 인산 (FPP)는 순차적으로 farnesol에서 farnesoic 산 JHAMT에 의해 JH 메 틸 farnesoate의 변환 다음에 변형 됩니다. 이 통로 곤충 변 태 호르몬59,,6061에 의해 규제 발달 과정에 맞게 절지동물에 보존 됩니다. B. 모리, JHAMT 유전자 발현 및 Corpora allata에 JH 생 합성 활동 제안 JHAMT 유전자의 transcriptional 억제 JH 생 합성58의 종료에 대 한 결정적 이다. 따라서, JHAMT Vg 유전자 RNAi를 사용 하 여 대상된 고갈에 대 한 선정 됐다. RNAi는 ACP와 GWSS의 제어를 위한 감귤 나무에서 또한 시험 되었다. 감귤 나무 dsRNA 루트 물 약을 통해 치료 했다, dsRNAs 곤충 특정 아르기닌 키 (AK) 녹취 록42,44에 대 한와 잎 스프레이 뿐만 아니라 탭 (트렁크 주사), 줄기. 감귤 나무, 식물 혈관 조직을 통해 효율적인 납품을 나타내는 고 귀착되 었 다 ACP GWSS41,42, 에서 사망률 증가의 캐노피 온통 dsRNA의 국 소 응용 프로그램 검색 되었습니다. 45.

현재 연구에서 우리는 dsRNA 등 치료에 대 한 자연 식단 배달 방법을 확인 했습니다. 새로 개발된 된이 기술은 이후 JHAMT 및 Vg 입을 사용 되었다 mRNA 유전자 특정 dsRNAs BMSB로 nymphs에 사용 하 여 이전62시연. 여기 설명 이러한 새로운 배달 프로토콜 국 소 스프레이 또는 microinjections를 사용 하는 기존 RNA 배달 시스템을 대체 합니다. 야채와 과일, 줄기 탭, 토양에는 억 수 같이 쏟아지는, 및 찰 흙 absorbents에서 사용할 수 있습니다 전달의 dsRNA,이 중국 해충 및 병원 체 관리의 지속적인된 발전에 매우 중요.

Protocol

1. BMSB 양육 표준 실험실 연습와 앞에서 설명한63BMSB 곤충 후면. 유리 공장 (22 ° C) 및 자연 채광에 감귤 꽃 에 ACP (D. citri) 곤충을 올립니다. 성인 ACP를 사용 하 여, 대략 5-7 일에 게시 일수로. 2. 유전자 영역 및 체 외에서 합성 dsRNA의 선택 이전에 게시 transcriptome 프로필32에서 BMSB에 특정 유전자를 ?…

Representative Results

BMSB 4회 탈피 님프에 먹이 통해 야채 중재 dsRNA 배달 분자 biopesticides RNAi를 사용 하 여 침입 곤충 해충에 대 한 개발에 대 한 테스트를 했다. BMSBs 피드로 알려진 메커니즘에 의해 그들의 바늘 같은 stylets를 사용 하 여 입힌 고 플 러쉬, 어떤 작물에 상당한 손상을 초래. 슬림 유기 녹색 콩, P. vulgaris L., 영양소 또는 dsRNA 전달 될 수 있는 비보에 BMSB에 먹이<su…

Discussion

RNAi 입증 유전자 생물학 기능 및 규정, 해충19,,6869,70, 의 관리에 대 한 활용을 중대 한 잠재력을 탐험을 위한 중요 한 도구 71. 디자인 및 특정 곤충 종과 곤충에 해당 dsRNA(s)의 납품의 방법에 입을 위한 적절 한 gene(s)의 선택은 매우 중요 둘 다. 곤충으로 dsRNA를 제공 하기 위한 ?…

Divulgazioni

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

저자는 기꺼이 실험 BMSB와 HB를 제공 하 고 식민지; 유지에 대 한 도널드 웨버와 메 간 헐리 히 요 (USDA, ARS 벨트 스 빌, 메릴랜드)를 인정 그리고 마리아 토니 곤잘레스, 살바도르 P. 로페즈, (USDA, ARS, 포트 피어스, 플로리다)와 재키 L. 메츠 (프로 리 다의 대학, 포트 피어스, 플로리다) 식민지 유지 관리, 샘플 준비 및 분석.

Materials

BMSB (H. halys) insects  USDA
ACP (D. citri) insects  USDA
organic green beans N/A
Citrus plants USDA
sodium hypochlorite solution J.T. Baker
green food coloring  McCormick & Co., Inc
Thermo Forma chambers  Thermo Fisher Scientific
Magenta vessel (Culture) Sigma
Primers  IDT DNA
SensiMix SYBR Bioline
qPCR ABI 7500 Applied Biosystems 
Spray bottle N/A
Parafilm American Can Company
TaKaRa Ex Taq Clontech
QIAquick Qiagen

Riferimenti

  1. Hoebeke, E. R., Carter, M. E. . Halyomorpha halys (Stǻl)(Heteroptera: Pentatomidae): a polyphagous plant pest from Asia newly detected in North America. , (2003).
  2. Leskey, T. C., Hamilton, G. C., et al. Pest Status of the Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha Halys in the USA. Outlooks on Pest Management. 23 (5), 218-226 (2012).
  3. Peiffer, M., Felton, G. W. Insights into the Saliva of the Brown Marmorated Stink Bug Halyomorpha halys (Hemiptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (2), e88483 (2014).
  4. Anderson, B. E., Miller, J. J., Adams, D. R. Irritant contact dermatitis to the brown marmorated stink bug, Halyomorpha halys. Dermatitis : contact, atopic, occupational, drug. 23 (4), 170-172 (2012).
  5. Mertz, T. L., Jacobs, S. B., Craig, T. J., Ishmael, F. T. The brown marmorated stinkbug as a new aeroallergen. The Journal of allergy and clinical immunology. 130 (4), 999-1001 (2012).
  6. McClean, A. P. D., Schwarz, R. E. Greening or blotchy-mottle disease of citrus. Phytophylactica. 2 (3), 177-194 (2012).
  7. Bové, J. M. Huanglongbing: a destructive, newly-emerging, century-old disease of citrus. Journal of Plant Pathology. 88 (1), 7-37 (2006).
  8. Kuhar, T., Morrison, R., Leskey, T., Aigner, J. . Integrated pest management for brown marmorated stink bug in vegetables. , (2016).
  9. Tiwari, S., Mann, R. S., Rogers, M. E., Stelinski, L. L. Insecticide resistance in field populations of Asian citrus psyllid in Florida. Pest management science. 67 (10), 1258-1268 (2011).
  10. Baum, J. A., Bogaert, T., et al. Control of coleopteran insect pests through RNA interference. Nature Biotechnology. 25 (11), 1322-1326 (2007).
  11. Hannon, G. J. RNA interference. Nature. 418 (6894), 244-251 (2002).
  12. Mello, C. C., Conte, D. Revealing the world of RNA interference. Nature. 431 (7006), 338-342 (2004).
  13. Macrae, I. J., Zhou, K., et al. Structural basis for double-stranded RNA processing by Dicer. Science(New York, N.Y.). 311 (5758), 195-198 (2006).
  14. Bernstein, E., Caudy, A. A., Hammond, S. M., Hannon, G. J. Role for a bidentate ribonuclease in the initiation step of RNA interference. Nature. 409 (6818), 363-366 (2001).
  15. Ketting, R. F., Fischer, S. E., Bernstein, E., Sijen, T., Hannon, G. J., Plasterk, R. H. Dicer functions in RNA interference and in synthesis of small RNA involved in developmental timing in C. elegans. Genes & development. 15 (20), 2654-2659 (2001).
  16. Agrawal, N., Dasaradhi, P. V. N., Mohmmed, A., Malhotra, P., Bhatnagar, R. K., Mukherjee, S. K. RNA interference: biology, mechanism, and applications. Microbiology and molecular biology reviews : MMBR. 67 (4), 657-685 (2003).
  17. Martinez, J., Patkaniowska, A., Urlaub, H., Lührmann, R., Tuschl, T. Single-stranded antisense siRNAs guide target RNA cleavage in RNAi. Cell. 110 (5), 563-574 (2002).
  18. Bartel, D. P. MicroRNAs: genomics, biogenesis, mechanism, and function. Cell. 116 (2), 281-297 (2004).
  19. Timmons, L., Fire, A. Specific interference by ingested dsRNA. Nature. 395 (6705), 854 (1998).
  20. Clemens, J. C., Worby, C. A., et al. Use of double-stranded RNA interference in Drosophila cell lines to dissect signal transduction pathways. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (12), 6499-6503 (2000).
  21. Saleh, M. C., van Rij, R. P., et al. The endocytic pathway mediates cell entry of dsRNA to induce RNAi silencing. Nature cell biology. 8 (8), 793-802 (2006).
  22. Amdam, G. V., Simões, Z. L. P., Guidugli, K. R., Norberg, K., Omholt, S. W. Disruption of vitellogenin gene function in adult honeybees by intra-abdominal injection of double-stranded RNA. BMC biotechnology. 3, 1 (2003).
  23. Whyard, S., Singh, A. D., Wong, S. Ingested double-stranded RNAs can act as species-specific insecticides. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (11), 824-832 (2009).
  24. Huvenne, H., Smagghe, G. Mechanisms of dsRNA uptake in insects and potential of RNAi for pest control: a review. Journal of Insect Physiology. 56 (3), 227-235 (2010).
  25. Fire, A., Xu, S., Montgomery, M. K., Kostas, S. A., Driver, S. E., Mello, C. C. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  26. Kennerdell, J. R., Carthew, R. W. Use of dsRNA-mediated genetic interference to demonstrate that frizzled and frizzled 2 act in the wingless pathway. Cell. 95 (7), 1017-1026 (1998).
  27. Gatehouse, H. S., Gatehouse, L. N., Malone, L. A. Amylase activity in honey bee hypopharyngeal glands reduced by RNA interference. Journal of Apicultural. , (2004).
  28. Jaubert-Possamai, S., Le Trionnaire, G., Bonhomme, J., Christophides, G. K., Rispe, C., Tagu, D. Gene knockdown by RNAi in the pea aphid Acyrthosiphon pisum. BMC biotechnology. 7, 63 (2007).
  29. Martín, D., Maestro, O., Cruz, J., Mané-Padrós, D., Bellés, X. RNAi studies reveal a conserved role for RXR in molting in the cockroach Blattella germanica. Journal of Insect Physiology. 52 (4), 410-416 (2006).
  30. Bansal, R., Mittapelly, P., Chen, Y., Mamidala, P., Zhao, C., Michel, A. Quantitative RT-PCR Gene Evaluation and RNA Interference in the Brown Marmorated Stink Bug. PloS one. 11 (5), e0152730 (2016).
  31. Terenius, O., Papanicolaou, A., et al. RNA interference in Lepidoptera: an overview of successful and unsuccessful studies and implications for experimental design. Journal of Insect Physiology. 57 (2), 231-245 (2011).
  32. Sparks, M. E., Shelby, K. S., Kuhar, D., Gundersen-Rindal, D. E. Transcriptome of the Invasive Brown Marmorated Stink Bug, Halyomorpha halys (Stål) (Heteroptera: Pentatomidae). PloS one. 9 (11), e111646 (2014).
  33. Tabara, H., Grishok, A., Mello, C. C. RNAi in C. elegans: soaking in the genome sequence. Science (New York, N.Y.). 282 (5388), 430-431 (1998).
  34. Baum, J. A., Roberts, J. K. Chapter Five – Progress Towards RNAi-Mediated Insect Pest Management. Insect Midgut and Insecticidal Proteins. 47, 249-295 (2014).
  35. Walshe, D. P., Lehane, S. M., Lehane, M. J., Haines, L. R. Prolonged gene knockdown in the tsetse fly Glossina by feeding double stranded RNA. Insect Molecular Biology. 18 (1), 11-19 (2009).
  36. Turner, C. T., Davy, M. W., MacDiarmid, R. M., Plummer, K. M., Birch, N. P., Newcomb, R. D. RNA interference in the light brown apple moth, Epiphyas postvittana (Walker) induced by double-stranded RNA feeding. Insect Molecular Biology. 15 (3), 383-391 (2006).
  37. Bautista, M. A. M., Miyata, T., Miura, K., Tanaka, T. RNA interference-mediated knockdown of a cytochrome P450, CYP6BG1, from the diamondback moth, Plutella xylostella, reduces larval resistance to permethrin. Insect biochemistry and molecular biology. 39 (1), 38-46 (2009).
  38. Maori, E., Paldi, N., et al. IAPV, a bee-affecting virus associated with Colony Collapse Disorder can be silenced by dsRNA ingestion. Insect Molecular Biology. 18 (1), 55-60 (2009).
  39. Hunter, W., Ellis, J., Hayes, J., Westervelt, D., Glick, E. Large-scale field application of RNAi technology reducing Israeli acute paralysis virus disease in honey bees (Apis mellifera, Hymenoptera: Apidae). PLoS Pathogens. 6 (12), e1001160 (2010).
  40. Christiaens, O., Smagghe, G. The challenge of RNAi-mediated control of hemipterans. Current Opinion in Insect Science. 6, 15-21 (2014).
  41. Hunter, W. B., Hail, D., Tipping, C., Paldi, N. RNA interference to reduce sharpshooters, the glassy-winged sharpshooter, and the Asian citrus psyllid. Symposium. , 24-27 (2010).
  42. Hunter, W. B., Glick, E., Paldi, N., Bextine, B. R. Advances in RNA interference: dsRNA treatment in trees and grapevines for insect pest suppression. Southwestern Entomologist. , (2012).
  43. Hail, D. A., Dowd, S., Hunter, W. H., Bextine, B. R. Investigating the transcriptome of the potato psyllid (Bactericera cockerelli): toward an RNAi based management strategy. , 183-186 (2010).
  44. de Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNA Interference-Natural Gene-Based Technology for Highly Specific Pest Control (HiSPeC). RNA INTERFERENCE. , (2016).
  45. Taning, C. N. T., Andrade, E. C., Hunter, W. B., Christiaens, O., Smagghe, G. Asian Citrus Psyllid RNAi Pathway – RNAi evidence. Scientific reports. 6, 38082 (2016).
  46. Andrade, E. C., Hunter, W. B. RNAi feeding bioassay: development of a non-transgenic approach to control Asian citrus psyllid and other hemipterans. Entomologia Experimentalis et Applicata. 162 (3), 389-396 (2017).
  47. Joga, M. R., Zotti, M. J., Smagghe, G., Christiaens, O. RNAi Efficiency, Systemic Properties, and Novel Delivery Methods for Pest Insect Control: What We Know So Far. Frontiers in physiology. 7, 553 (2016).
  48. Zhang, X., Zhang, J., Zhu, K. Y. Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae). Insect Molecular Biology. 19 (5), 683-693 (2010).
  49. Li-Byarlay, H., Li, Y., et al. RNA interference knockdown of DNA methyl-transferase 3 affects gene alternative splicing in the honey bee. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110 (31), 12750-12755 (2013).
  50. Das, S., Debnath, N., Cui, Y., Unrine, J., Palli, S. R. Chitosan, Carbon Quantum Dot, and Silica Nanoparticle Mediated dsRNA Delivery for Gene Silencing in Aedes aegypti: A Comparative Analysis. ACS applied materials & interfaces. 7 (35), 19530-19535 (2015).
  51. Nimesh, S. Recent patents in siRNA delivery employing nanoparticles as delivery vectors. Recent patents on DNA & gene sequences. 6 (2), 91-97 (2012).
  52. Draz, M. S., Fang, B. A., et al. Nanoparticle-mediated systemic delivery of siRNA for treatment of cancers and viral infections. Theranostics. 4 (9), 872-892 (2014).
  53. Swevers, L., Raikhel, A. S., Sappington, T. W. Vitellogenesis and post-vitellogenic maturation of the insect ovarian follicle. Comprehensive. , (2005).
  54. Tufail, M., Takeda, M. Molecular characteristics of insect vitellogenins. Journal of Insect Physiology. 54 (12), 1447-1458 (2008).
  55. Hagedorn, H. H., Kunkel, J. G. Vitellogenin and vitellin in insects. Annual review of entomology. , (1979).
  56. Brandt, B. W., Zwaan, B. J., Beekman, M. Shuttling between species for pathways of lifespan regulation: a central role for the vitellogenin gene family?. Bioessays. , (2005).
  57. Murphy, C. T., McCarroll, S. A., et al. Genes that act downstream of DAF-16 to influence the lifespan of Caenorhabditis elegans. Nature. 424 (6946), 277-283 (2003).
  58. Shinoda, T., Itoyama, K. Juvenile hormone acid methyltransferase: a key regulatory enzyme for insect metamorphosis. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (21), 11986-11991 (2003).
  59. Bellés, X. Beyond Drosophila: RNAi in vivo and functional genomics in insects. Annual review of entomology. 55, 111-128 (2010).
  60. Nouzova, M., Edwards, M. J., Mayoral, J. G., Noriega, F. G. A coordinated expression of biosynthetic enzymes controls the flux of juvenile hormone precursors in the corpora allata of mosquitoes. Insect biochemistry and molecular biology. 41 (9), 660-669 (2011).
  61. Huang, J., Marchal, E., Hult, E. F., Tobe, S. S. Characterization of the juvenile hormone pathway in the viviparous cockroach, Diploptera punctata. PloS one. 10 (2), e0117291 (2015).
  62. Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA delivery system for plant-sap-feeding insects. PloS one. 12 (2), e0171861 (2017).
  63. Khrimian, A., Zhang, A., et al. Discovery of the aggregation pheromone of the brown marmorated stink bug (Halyomorpha halys) through the creation of stereoisomeric libraries of 1-bisabolen-3-ols. Journal of natural products. 77 (7), 1708-1717 (2014).
  64. Hall, D. G., Richardson, M. L., El-Desouky, A., Halbert, S. E. Asian citrus psyllid, Diaphorina citri, vector of citrus huanglongbing disease. Entomologia Experimentalis et Applicata. 146 (2), 207-223 (2012).
  65. Murphy, K. A., Tabuloc, C. A., Cervantes, K. R., Chiu, J. C. Ingestion of genetically modified yeast symbiont reduces fitness of an insect pest via RNA interference. Scientific reports. 6, 22587 (2016).
  66. San Miguel, ., K, J. G., Scott, The next generation of insecticides: dsRNA is stable as a foliar-applied insecticide. Pest management science. 72 (4), 801-809 (2016).
  67. Li, H., Guan, R., Guo, H., Miao, X. New insights into an RNAi approach for plant defence against piercing-sucking and stem-borer insect pests. Plant, cell & environment. 38 (11), 2277-2285 (2015).
  68. Hull, D., Timmons, L. Methods for delivery of double-stranded RNA into Caenorhabditis elegans. Methods in molecular biology (Clifton, N.J.). 265, 23-58 (2004).
  69. Timmons, L., Court, D. L., Fire, A. Ingestion of bacterially expressed dsRNAs can produce specific and potent genetic interference in Caenorhabditis elegans. Gene. 263 (1-2), 103-112 (2001).
  70. Burand, J. P., Hunter, W. B. RNAi: future in insect management. Journal of Invertebrate Pathology. 112 Suppl, S68-S74 (2013).
  71. Rodrigues, T. B., Figueira, A. . Management of Insect Pest by RNAi-A New Tool for Crop Protection. , (2016).
  72. Baumann, A. M. T., Bakkers, M. J. G., et al. 9-O-Acetylation of sialic acids is catalysed by CASD1 via a covalent acetyl-enzyme intermediate. Nature communications. 6, 7673 (2015).
  73. Araujo, R. N., Santos, A., Pinto, F. S., Gontijo, N. F., Lehane, M. J., Pereira, M. H. RNA interference of the salivary gland nitrophorin 2 in the triatomine bug Rhodnius prolixus (Hemiptera: Reduviidae) by dsRNA ingestion or injection. Insect biochemistry and molecular biology. 36 (9), 683-693 (2006).
  74. Wuriyanghan, H., Rosa, C., Falk, B. W. Oral Delivery of Double-Stranded RNAs and siRNAs Induces RNAi Effects in the Potato/Tomato Psyllid, Bactericerca cockerelli. PloS one. 6 (11), e27736 (2011).
  75. Kamath, R. S., Ahringer, J. Genome-wide RNAi screening in Caenorhabditis elegans. Methods (San Diego, Calif). 30 (4), 313-321 (2003).
  76. Yu, N., Christiaens, O., et al. Delivery of dsRNA for RNAi in insects: an overview and future directions). Insect Science. , (2012).
  77. Allen, M. L., Walker, W. B. Saliva of Lygus lineolaris digests double stranded ribonucleic acids. Journal of Insect Physiology. 58 (3), 391-396 (2012).
  78. Wynant, N., Santos, D., Verdonck, R., Spit, J., Van Wielendaele, P., Vanden Broeck, J. Identification, functional characterization and phylogenetic analysis of double stranded RNA degrading enzymes present in the gut of the desert locust, Schistocerca gregaria. Insect biochemistry and molecular biology. 46, 1-8 (2014).
  79. Ghosh, S. K. B., Gundersen-Rindal, D. E. Double strand RNA-mediated RNA interference through feeding in larval gypsy moth, Lymantria dispar (Lepidoptera: Erebidae). European Journal of Entomology. 114, 170-178 (2017).
  80. Baigude, H., Rana, T. M. Delivery of therapeutic RNAi by nanovehicles. Chembiochem : a European journal of chemical biology. 10 (15), 2449-2454 (2009).
  81. Mitter, N., Worrall, E. A., et al. Clay nanosheets for topical delivery of RNAi for sustained protection against plant viruses. Nature plants. 3, 16207 (2017).
  82. Dubelman, S., Fischer, J., et al. Environmental fate of double-stranded RNA in agricultural soils. PloS one. 9 (3), e93155 (2014).
  83. Kola, V. S. R., Renuka, P., Madhav, M. S., Mangrauthia, S. K. Key enzymes and proteins of crop insects as candidate for RNAi based gene silencing. Frontiers in physiology. 6, 119 (2015).
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Citazione di questo articolo
Ghosh, S. K. B., Hunter, W. B., Park, A. L., Gundersen-Rindal, D. E. Double-stranded RNA Oral Delivery Methods to Induce RNA Interference in Phloem and Plant-sap-feeding Hemipteran Insects. J. Vis. Exp. (135), e57390, doi:10.3791/57390 (2018).

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